动物的实验技术和方法.docx
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动物的实验技术和方法
实验一动物的实验技术和方法
动物实验的方法是各种各样的，如常用模型复制法、切开和分离法、切除和注入法、离体组织器官法等，在不同的研究领域有其不同的目的和应用，但是一些基本的操作技术方法是一样的，如动物的抓取、固定、标号、脱毛、麻醉、给药、采血、采尿、处死等，对于实验研究者来说无论从事哪一类研究项目，都会不同程度的应用这些技术。
下面以大鼠为例，介绍相关的动物实验技术。
一、动物的抓取和固定方法
抓大鼠时，最好戴上防护手套。
如果是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可用拇指、食指捏住大鼠的耳朵及头颈皮肤，余下的三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。
另一种方法是张开左手虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持卧位，之后调整左手拇指位置，紧压在下颌骨上（不可过紧，否则会造成窒息），即可进行实验操作。
若对大鼠进行采血和手术操作，需对大鼠进行麻醉后，将四肢用棉线固定在实验板上，为防止苏醒时伤人或便于颈、胸部实验操作，应用棉线将大鼠两上门齿固定于实验板上。
二、动物的编号、标记、分组和被毛方法
1、和标记方法
在动物实验中，为了观察每个实验动物的反映情况，必须对实验动物进行编号、标记。
标记的方法应该保证号码清楚、耐久、简便、易认和使用。
比如：
染色法、挂牌法、烙印法、耳孔法。
一般来说，小型动物适宜用耳孔法和染色法，中型动物适用挂牌法和烙印法。
大鼠常常选用染色法，即用化学剂在动物身体明显的部位如被毛、四肢等处进行涂染或用不同颜色等来区别各组动物，是最常用、最容易掌握的方法。
这种方法多用于实验周期较短，动物数量不多的情况。
动物无疼痛和损伤，但由于动物之间相互摩擦、舔毛、尿、水浸渍被毛或脱毛，或因日久颜色自行消退，应及时发现，及时补染。
常用编号标记溶液有：
①3%-5%苦味酸溶液，涂然橙黄色；②2%硝酸银溶液，涂染成咖啡色（涂后需光照10min）；③0.5%中性红或品红溶液，涂染成红色；④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色；⑤龙胆紫溶液，涂染成紫色。
标记时，用标记笔蘸取上述溶液，在动物体表不同的部位涂上斑点，以示不同号码。
编号的原则是：
先左后右，从前到后。
一般把涂在左前脚上的记为1号，左侧腹部为2号，左后腿为3号，头顶部为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后腿为9号。
若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号。
2、动物的随机分组
①将实验单位随机分成两组
设小鼠14只用随机数字表将其分成两组。
动物编号1234567891011121314
随机数目1622779439495443548217379323
归组BBABAABABBAAAA
单—A组双—B组
A组8只，B组6只，将A组减少1只划归B组，在第14个随机数后再抄录一个数字78，以8除之余数6，把第6个A（即编号为12号的小鼠）划给B组.即：
A组:
3568111314
B组:
124127910
②将实验单位随机分成三组
设有动物15只，随机分成A，B，C三组。
动物号：
123456789101112131415
随机数：
186240191240839534194491690330
除3后余：
321131221121333
归组：
CBAACABBAABACCC
使三组动物数相等，把原归A组的6只动物中1只改配到B组，可从随机数字表，斜角线，抄录一个数字，得60。
以6除。
除尽（相等于余数为6），就可以把第六个A（即12号）动物改为B组。
即：
A组：
346910
B组：
2781112
C组：
15131415
3、动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和实验结果的观察，因此实验中常需去除或剪断动物的被毛。
除毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛四种。
①剪毛法将动物固定后，用弯圆头手术剪紧贴术者左手指紧绷的动物皮肤，依次将所需实验部位的被毛剪去。
可先粗剪，然后再细剪，不可用手提着动物被毛剪，这样容易剪破皮肤。
②拔毛法兔耳缘静脉注射或取血时，以及给大白鼠、小白鼠做尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛轻轻拔去一撮，需要时在拔毛处抹一些液体石蜡油或凡士林使血管清晰明显以利于操作。
③剃毛法将所需剃毛部位的被毛先用剪刀粗剪一遍，然后蘸温肥皂水，将此部位润湿，用剃刀顺被毛方向剃毛。
或者使用电动毛推，逆被毛的方向剃毛。
此法常用于豚鼠等动物。
④脱毛法脱毛是指化学脱毛剂将实验动物被毛脱去，适用于无菌手术野的准备以及观察动物皮肤血液循环和病理变化。
方法是将需要脱毛部位被毛先用弯头剪刀剪去，尽量剪短，勿剪破皮肤。
然后用温水将该部位润湿，再用纱布包扎棉球的小棒蘸脱毛剂，在需要脱毛的部位涂一薄层。
经2-3min后，用温水洗去该部位脱下的毛，自然晾干备用，切勿用纱布去擦，以免损伤皮肤。
常用的脱毛剂有：
a.硫化钠3g、肥皂粉1g、淀粉7g，加水适量调成糊状。
b.硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。
c.硫化钠8g、溶于100ml水中，以上脱毛剂配方适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛。
d.硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用于犬等大动物的脱毛。
三、药物剂型以及实验动物的给药途径和方法
在动物实验中，需要将药物给动物体内，才能观察实验动物对药物的反应。
给药的途径和方法是多种多样的，可以根据实验目的，实验动物种类，敏感途径等情况而定。
给药的目的不外乎四个方面，判断新药药效，治疗疾病，评价药物或化学物质的安全性和选择给药的最佳途径。
经过各种途径进行体内染毒或体外染毒之前，均需将药（毒）物制备成一定的剂型，最常用的剂型是水溶液、油溶液、有机溶剂溶液和混悬液。
溶剂或助剂的选择必须符合以下几个条件：
①所用溶剂或助剂均应无毒，不影响药（毒）物的药（毒）作用和准备观察的指标；②了解药（毒）物在各种溶剂中的溶解度以便作出最优选择；③不溶于水的固体或液体有时可用3%的淀粉，3.5%阿拉伯胶，吐温80等作为助剂配制成混悬液；④凡可溶于水的药（毒）物尽可能用水溶液。
如蒸馏水或生理盐水作溶剂。
难溶于水的药（毒）物可用油溶剂，如菜油，花生油，豆油，玉米油，橄榄油等。
⑤研究药（毒）物经皮吸收或研究脂代谢时也可以用石蜡油等矿物油作溶剂，油溶液可能降低药（毒）物对接触局部的刺激性。
根据实验目的，染毒途径和方式及毒（药）物的理化性质，在给药之前将毒（药）物配制成不同的剂型。
（1）从染毒（药）物途径和方式考虑：
喂饲法，药（毒）物拌入饲料作成食丸或溶于饮水中，动物自由摄取。
要求药（毒）物无特殊气味或味道；经呼吸道自然吸入染毒，要求毒（药）物能在染毒柜中均匀,稳定分布的气体、蒸气、烟、雾和粉尘；经口灌胃，气管注入注射药（毒）物，预先将药（毒）物配制成水溶液，油溶液或较稳定的混悬液，要求药（毒）物无明显的局部损伤刺激作用；静脉注射，用水溶液，不能用油溶液或混悬液以免引起栓塞。
腹腔注射不能用混悬液以免腹腔脏器粘连；经皮染毒，除了毒（药）物制成水溶液、混悬液、乳剂外尚可制成软膏、或糊剂。
（2）从药（毒）物理化性质考虑：
毒性高或局部刺激性，腐蚀性大的毒物要适当稀释，根据药（毒）物的溶解度配成水溶液、油溶液、悬剂或乳剂。
药（毒）物配制成不同剂型时，均应注意受检物的稳定性。
如药（毒）物配制后不稳定，易分解、变质或易挥发，则应临用前配制。
总之，一定要保证受检物分布均匀、稳定、浓度不变，以确保剂量的准确性。
常用的给药途径：
①皮内注射法：
兔、豚鼠和大鼠的皮内注射部位均为背部脊柱两侧的皮肤。
注射前一天，将动物被毛用脱毛剂脱净。
注射时，皮内注射针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内（表皮与真皮之间），然后推液。
表皮与真皮之间结构致密，当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起一小鼓泡，形成皮丘（白色，橘皮样），同时因注射部位局部皮肤缺血呈苍白色，皮肤上的毛孔极为明显。
此小泡如不很快消失，则证明注射液确实注入皮内，若很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。
注射剂量：
小鼠最多不得超过0.05ml，豚鼠、大鼠、兔一般为0.1ml。
②皮下注射法：
注射针头进入皮下（真皮下），若针头能自由拔动无牵阻，注入注射液后形成小泡，则皮下无误。
由于皮下组织较松，注射液很快扩散，一定时间小泡可消失。
方法：
通过腹中线，进入对侧皮下注射，因腹中线皮肤致密，较紧，注射液不易随针头拔出时由针孔逸出，注射完毕可明显见到注射后形成的小包到腹中线即阻住。
皮下注射给药量：
小鼠0.1～0.3ml/10gwd，大鼠0.5ml/250～300gwd。
③腹腔注射法：
注射液注入腹腔内即扩散。
此法注射液也不易渗出。
方法：
右手持注射器穿刺，左（右）下腹部，腹白线两侧进针，刺入皮肤后进针3mm±。
针头与皮肤面呈45°角入腹肌，感到落空感时，示针已入腹腔，回抽无肠、尿液时再注射。
注射剂量为：
小鼠一般为0.5-1ml；豚鼠、兔一般为5ml.
④胃内注入法：
以大鼠与小鼠的胃内注入法为例，用左手拇指和食指抓住鼠两耳和头部皮肤，其他三指抓住背部皮肤，将鼠体握持在左手掌内，大鼠用左手拇指和食指固定头部和一侧前肢，中指和无名指固定另一肢，小鼠用拇指和食指固定头部，中指固定一侧前肢，无名指和小指固定住一侧后肢。
使动物腹部朝上，头部向上有一个倾斜度。
固定好动物后，右手持注射器，使灌胃针头沿着鼠嘴侧角通过食管进入胃内，即可灌注，如很通畅，则说明针头确已进入胃内，如果不通顺，动物挣扎或者发生呕吐，则表示针头没有进入胃内，应将针头拔出重新操作。
四、动物用药量的确定和计算方法
1、动物给药剂量的确定在观察一个药物的作用时，应该给动物多大的剂量是实验开始shirt应该确定的一个重要问题。
剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按照下述方法确定剂量：
①先用小鼠粗略的探索中毒剂量和致死剂量，然后用小于中毒量的剂量或致死剂量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5；②植物药粗制剂的剂量多按生药折算；③化学药品可参照化学结构相似的药物剂量；④确定计量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降，精神不振，活动减少或其它症状），可以加大剂量再次实验。
如出现中毒症状，作用也明显，则应降低剂量再次实验，在一般情况下，在适宜的计量范围内，药物的作用常伴随剂量的加大而增强。
所以有条件时，最好同时用几个剂量做实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。
如实验结果出现剂量与作用强度之间无规律时，应慎重分析；⑤用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的1/15-1/2，以后可根据动物反应调整剂量；⑥确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。
一般说来确定的给药剂量是指成年动物的，幼小动物剂量应减少；⑦确定动物给药剂量时，要考虑给药途径不同，剂量也有所不同，以口服量为100时，灌胃剂量为100-200，皮下注射量为30-50，肌肉注射量为25-30，静脉注射剂量为25.
2、人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法
1人与动物用药量换算
人与动物对同一药物的耐受性是相差很大的。
一般说来，动物的耐受性要比人大，也就是单位体重的用药量动物比人要大。
人的各种药物的用量在很多书上可以查到，但动物用药量的可查用的书不多，因此，必须将人的用药量换算成动物的用药量。
一般按下列比例换算：
人用药量为1，小白鼠、大白鼠为25-50，兔、豚鼠为15-20，犬、猫为5-10.
此外，还可以用人与动物的体表面积计算来换算。
人的体表面积：
体表面积（m2）=0.0061×身高（cm）+0.0128×体重（kg）-0.1529
动物的体表面积：
A（体表面积，以m2计算）=K×（W2/3/10000），W为体重，以克计算，K为一常数，随动物种类而不同，大白鼠和小白鼠9.1，豚鼠9.8，家兔10.1，猫9.8，犬11.2，猴11.8，人10.6。
这样计算出来的体表面积是一种粗略的估计值，不一定完全符合于每个动物的实测数值。
2人与不同种类动物之间药物剂量的换算
A.直接计算法：
根据A（体表面积，以m2计算）=K×（W2/3/10000）计算。
如：
某利尿药Rat灌胃剂量为250mg/kg，粗略估计dog灌胃给药时的试用剂量。
解：
实验RatA=9.1×（2002/3/10000）=0.0311（m2），体重按200g计算，250mg/kg的剂量如改以mg/m2表示,即：
250×0.2÷0.0311=1608mg/m2
实验用狗的体重一般约10kg,其体表面积A=11.2×（102/3/10000）=0.5198（m2）
于是1608×0.5198÷10=84mg/kg（dog适当试用剂量）。
B.按mg/kg折算mg/m2转换因子计算：
解按[剂量（mg/kg）×甲动物转换因子]/乙动物转换因子。
mg/kg的相应转换因子可由查表查得。
C.按每kg体重占有体表面积相对比值计算：
各种动物的“每kg体重占有体表面积相对比值（简称体表面积比值）”。
D.按人和动物间体表面积折算的等效剂量比值表计算（查表）。
E.按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量换算（查表）。
五、动物的麻醉及方法
当实验需要给动物行外科手术或者某些实验为了避免动物剧烈挣扎而影响实验结果，需要预先将动物麻醉。
1、动物麻醉前的准备麻醉前应作的准备主要有：
实验前动物禁食，一般在麻醉前12h禁食较好；根据实验的情况，主要指大动物（犬、羊、猪、猴）实验前可以给一定量的安定剂和阿托品类药物，它可以减轻动物的过度紧张和减少唾液的分泌以利于气管插管的操作；根据实验的部位和种类，给予备皮等。
2、常用的麻醉剂
挥发性麻醉药：
乙醚，氯仿等。
其中乙醚吸入麻醉适用于各种动物，麻醉量和致死量差距大，安全度亦大。
动物麻醉深度易掌握，麻醉后苏醒较快。
挥发性麻醉药缺点：
局部刺激作用大；上呼吸道黏膜液体分泌增多，通过神经反射影响心率、血压和心跳，易引起窒息，如果乙醚吸入麻醉，需有人照看以防麻醉过深而引起死亡。
非挥发性麻醉药物：
常用的有巴比妥钠、戊巴比妥钠、苯巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥钠类的衍生物，氨基甲酸乙酯和水合氯醛。
这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长时间麻醉，麻醉过程平稳，动物无明显挣扎。
缺点：
苏醒较慢。
中药麻醉剂，如洋金花和氢溴酸东莨菪碱，作用不稳定，常要加佐剂麻醉药。
3、常用的麻醉方法
①吸入麻醉法：
麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者，称为吸入麻醉，常用乙醚、氯仿等作为吸入麻醉剂。
乙醚极易挥发，遇火和高热易燃、易爆炸，遇光、热、空气会分解，产生刺激性和毒性很强的过氧化物和乙醛。
因此用乙醚吸入麻醉时要注意避开火源，易用棕色瓶或铜罐储存。
乙醚吸入麻醉是抑制中枢神经系统。
乙醚麻醉性很强，安全范围较广，麻醉深浅与维持时间易掌握。
动物在停止吸入乙醚1min内可苏醒，特别适用于中、小型实验动物进行全身麻醉。
具体方法：
先将浸润乙醚的棉球放入小烧杯，再将小烧杯放入相应大小密封的麻醉盒内，然后将动物放入麻醉盒内，通过透明材料的麻醉盒观察动物。
首先动物自主活动，有时爬上烧杯闻乙醚，不久动物出现精神异常兴奋，不停地挣扎，排出大小便，甚至吃大便现象。
动物逐渐的由兴奋转为抑制，自动倒下，呼吸由快变慢，四肢肌张力下降，角膜反射与痛觉消失即可取出动物实验，待动物固定好后，在实验过程中把乙醚烧杯放在动物鼻部，以维持麻醉的时间与浓度。
②注射麻醉法：
成用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲乙酯等。
在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的2/3，密切观察动物生命体征的变化，如己达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延髓呼吸中枢导致动物死亡。
腹腔给药麻醉法适用于大，小鼠和豚鼠；静脉给药麻醉常用于兔，狗等较大动物。
由于麻醉剂的作用长短以及毒性的差别，在行腹腔和静脉麻醉时，须控制药物的浓度和注射量。
③局麻：
皮下，肌肉，皮内直接注射，黏膜用滴剂，可卡因等药物常用。
④椎管内麻醉
4、麻醉深度的判断和麻醉后动物护理
主要麻醉的共同麻醉深度判定指标
浅麻醉
中麻醉（最佳麻醉）
深麻醉
呼吸方式
不规则，由痛反射呼吸数可增加
规则的胸腹式呼吸，呼吸次数、换气量减少，血压、心搏数一定
腹式呼吸，换气量明显减少，心搏数减少，血压下降
循环系统表现
频低，血压下降，由痛反射可致心搏数增加
眼的反射
有眼球运动、眼睑、对光反射眼球向内下方，瞳孔收缩，结膜露出，流泪
眼球置中央或靠近中央眼睑反射迟钝，对光反射亦迟钝，瞳孔稍开大
眼睑对光，角膜反射消失，瞳孔散大，角膜干燥
口腔反射
咽下、咽喉头反射尚有
无
无
肌松弛
有
腹肌明显
腹肌异常运动
其他表现
流涎、出汗、分泌多排便、排尿
内脏牵引引起的迷走神经反射，收缩反射消失
腹肌异常运动
六、处死
大鼠和小鼠多选择脊椎脱臼法、断头法、击打法、急性大失血法、化学致死法等。
脊椎脱臼法是：
右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左侧拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。
断头法是：
实验者戴上面纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。
击打法是指：
左手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。
用小木锤用力击打鼠头部也可致死。
急性大失血法是指：
可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。
化学致死法是指：
吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2%-0.5%环境中即可致死。
皮下注射士的年，吸入乙醚、氯仿，均可致死。
犬、猫、兔、豚鼠多采用空气栓塞法、急性失血法、破坏延髓法、开放型气胸法、化学药物致死法来处死。
空气栓塞法是指：
向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死。
当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液成泡沫状，随血液循环到全身。
如进入肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，发生严重的血液循环障碍，动物很快死亡。
一般兔、猫等静脉内注入20-40ml空气即可致死。
每条犬由前肢或后肢皮下静脉注入80-150ml空气，可很快致死。
开放型气胸法是指：
将动物开胸，造成开放性气胸。
这时胸膜腔的压力与大气压相等，肺部因受到大气压压缩发生肺萎缩纵隔摆动，动物窒息而死。
实验二常用动物取材器械及使用方法
一、手术器械
手术器械，是动物实验造模、取材过程中必备的物品，只有掌握了各种手术器械的结构特点和基本性能，才能正确、灵活的运动，才能够提高造模和取材质量。
下面介绍一下，在动物实验中，常用的几种手术器械。
1、手术刀（Scalpel,SurgicalBlade）
手术刀由刀柄、刀片两部分组成。
刀柄一般根据长短及大小分型，其末端刻有号码，4号为普通刀柄，安装中大号大片（20号以上），用于浅部切割，3号刀柄安装小刀片，用于浅小部切割，其它型号刀柄安装小刀片，用于深部切割。
手术刀一般用于切开和剥离组织，正确的执刀方法方法有以下四种：
⑴执弓式：
之最常用的执刀法，动作涉及整个上肢力量。
主要在腕力。
用于较长的皮肤切口及腹直肌前鞘的切开等。
⑵执笔式：
动作的主要力在指部。
为短距离精细操作，用于解剖学管，神经、腹膜切开和短小切口等。
⑶抓持式：
握持刀比较稳，切割范围广。
用于用劲较大的切开。
如截肢、肌腱切开、较长的皮肤切口等。
⑷反挑式：
全靠在指端用力挑开，多用于脓肿切开，以防损伤深层组织。
无论哪一种持刀法，都应以刀刃突出面与组织呈垂直方向，逐层切开组织，不要以刀尖部用力操作，执刀过高控制不稳，过低又妨碍视线，要适中。
2、手术剪（Scissors）
根据其结构特点有尖、钝、直、弯、长、短各型。
根据其用途分为组织剪、线剪及拆线剪。
组织剪多为弯剪，锐利而精细，用来解剖、剪断或分离剪开组织。
通常浅部手术操作用直剪，深部手术操作用弯剪。
线剪多为直剪，用来剪断缝线、敷料、引流物等。
线剪与组织剪的区别在于组织剪的刃锐薄，线剪的刃较钝厚。
所以，绝不能图方便、贪快，以组织剪代替线剪，以致损坏刀刃，造成浪费。
拆线剪是一页钝凹，一页直尖的直剪，用于拆除缝线。
正确的持剪刀的方法为，拇指和第四指分别插入剪刀柄上的两环，中指放在第四指环的剪刀柄上，食指压在轴节处起稳定和向导作用，有力操作。
3、血管钳（Hemostat）
血管钳主要用于止血的器械，亦称止血钳。
由于钳的前端平滑，易插入筋膜内，不易刺破静脉，也供分离解剖组织用。
也可用于牵引缝线、拔出缝针、或代替镊使用，但不宜夹持皮肤、脏器及较脆弱的组织。
用于止血时，尖端应与组织垂直，夹住出血血管断端，尽量少夹附近组织。
止血钳有各种不同的外形和长度，以适合不同性质的手术和部位需要。
⑴弯血管钳（KellyClamp）：
用于夹持深部组织或内脏血管出血，有长短两种。
⑵直血管钳（StraightClamp）:
用以夹持浅层组织出血，协助拔针等。
⑶有齿血管钳（Koker’sClamp）:
用于夹持较厚组织及易滑脱组织内的血管出血，如肠系膜，大网膜等，前端齿可防止滑脱，但不能用于皮下止血。
⑷蚊式血管钳（MosquitoClamp）:
为细小精巧的血管钳，有直弯两种，用于脏器、面部及整形等手术的止血，不宜做大块组织钳夹用。
血管钳的使用同手术剪，但开放时，用拇指和食指持住血管钳一个环口，中指和无名指挡住另一个环口，将拇指和无名指轻轻用力对顶即可。
值得注意的是，血管钳不得夹持皮肤、肠管等，以免组织坏死。
止血时，只扣上一、二、齿即可，要检查扣锁是否失灵，有时钳柄会自动松开，造成出血，应警惕。
使用前应检查前端横行齿槽两页是否吻合，不吻合者不用，以防止血管钳夹持组织滑落。
弯血管钳的弯面朝掌心。
4、手术镊（Forceps）
手术镊用于夹持和提起组织，便于剥离剪开或缝合，也可夹持缝针及敷料等，分为有齿镊和无齿镊两种：
⑴有齿镊（TeethForceps）：
又叫组织镊，用于提起皮肤、皮下组织、筋膜、肌腱等坚韧组织。
因尖端有钩齿、夹持牢固，但对组织有一定的损伤。
⑵无齿镊（SmoothForceps）：
又叫平镊或敷料镊。
其尖端无钩齿，用于夹持软组织、脏器及敷料。
浅部操作时用短镊，深部操作时用长镊，尖头平镊对组织损伤较轻，用于血管、神经手术。
正确持镊是用拇指对食指与中指，执两镊脚中、上部。
5、持针钳（NeedleHolder）
持针钳又叫持针器，主要用于夹持缝针缝合各种组织。
有时也用于器械打结。
用持针器尖夹住缝针的中、后1/3交界处为宜，且将缝线重叠部分也放于针嘴内。
若夹在持针器中间，则容易将针折断。
常执持针器的方法有：
⑴掌握法：
也叫一把抓或满把握，即用手掌握拿持针器。
钳环紧贴大鱼际肌上，拇指、中指、无名指和小指分别压在钳柄上，后三指并拢起固定作用，食指压在持针器前部近轴节处。
利用拇指及大鱼际肌和掌指关节活动推展，张开持针器柄环上的齿扣，松开齿扣及控制持针器的张口大小来夹针。
合拢时，拇指及大鱼际肌与其余掌指部分对握即将扣锁住。
此法缝合容易改变缝合针的方向，缝合顺利，操作方便。
⑵指套法，为传统执法。
用拇指、无名指套入持针器环内，以手指活动力量来控制持针器的开闭，并控制其张开与合拢时的动作范围。
用中指套入环内的执法，因距支点远而稳定性差，故常认为是错误的。
⑶掌指法：
拇指套入持针器环内，食指压在持针器的前半部做支撑引导，余三指压持针器环固定于掌中。
拇指可以上下开闭活动，控制持针器的张开与合拢。
6、缝针（Needl）
缝针是用于各种组织缝合的器械，它由三个基本部分
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