综合实验小鼠实验指导书文档格式.docx

综合实验小鼠实验指导书文档格式.docx

《综合实验小鼠实验指导书文档格式.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《综合实验小鼠实验指导书文档格式.docx（21页珍藏版）》请在冰豆网上搜索。

1、小白鼠（中国杂交种、昆明鼠），SPF级老鼠（带菌少、且菌种明确）。

2、小鼠饲料：

普通的实验动物饲料。

3、小鼠垫料：

来自木材的木屑，再灭菌、干燥。

4、小鼠水：

蒸馏水。

5、小鼠饮水瓶。

6、小鼠笼子。

四、实验内容和步骤

1、选取一个干燥洁净的小鼠笼子。

2、在笼子里放适量的垫料备用（无恒温条件的实验室，应根据温度来定垫料的量）。

3、把小白鼠一只一只的捉到刚准备好的笼子里，抓小鼠时应捉鼠尾部后1/3的部位，中等力度。

4、性别鉴定：

雄性♂，睾丸突出，阴茎距肛门比较远。

雌性♀，有阴道孔，且离肛门较近，腹部能明看到有5对乳头。

5、把小鼠一只一只放进干净的笼子里后，盖好笼盖，把小鼠饮水瓶中水作倒掉，把饮水瓶洗干净，然后向瓶内加3/4左右的自来水。

6、称取饲料为大约每只老鼠3-4g，放在笼子的饲料槽中，放好小鼠笼。

7、倒掉上次鼠笼里垫料，洗净笼子，吹干。

8、做好实验台清洁，给小鼠一个优雅的生活环境。

五、实验结果

记录小鼠饲料的称取重量

六、注意事项和要求

1、抓小鼠一定要按照科学的方法，对于较活泼的小鼠应给予适当的处理，若不谨被小鼠咬了，最好在6小时内打疫苗。

2、在换小鼠笼的过程中，若有小鼠跑出笼子外，不要惊慌，应及时做出处理。

七、作业及预习要求

预习下次实验并完成预习报告。

八、参考书目

窦如海.《实验动物与动物实验技术》,山东科学技术出版社,2006

杨萍.《简明实验动物学》,复旦大学出版社，2003

魏伟, 

吴希美, 

李元建.《药理实验方法学》（第4版），人民卫生出版社，2010

九、思考题

谈谈你对实验动物的初步认识？

对于教师讲解后对实验动物的认识有何新的体会和变化？

十、感想

实验二实验动物的养育及管理技术

操作性

1、初步掌握实验动物的抓取及固定。

2、学习实验动物的分组方法。

3、掌握实验动物的标记方法。

4、掌握实验动物的体重的称量方法。

在动物福利和伦理理论的指导下，对实验动物的抓取、分组、标号及称重进行良好的操作。

7、电子天平、吹风机、毛笔。

8、乙醇、苦味酸。

1、实验动物的抓取及固定：

固定要稳，几乎不能动弹；

安全，实验员和老鼠都要安全；

舒服，让小鼠觉得舒服，更不能让它尖叫；

美观，动作要美观；

具体操作：

用大拇指和食指抓取小鼠耳朵附近的皮肤，再让小鼠后背靠在大拇指内侧，最后用无名指压住小鼠的尾头部位。

必要时在先对小鼠进行安抚，再进行操作。

2、实验动物的分组原则：

随机分配；

数量相等；

体量均匀分配；

无特殊要求，需雄雌各一半分配；

普通小鼠10-20只。

A、空白组：

养正常的小鼠，获得一组对照参考数据组。

B、模型组：

做某种单一因素的老鼠（因素包括疾病等因素）。

C、阳性药组：

指药对某种疾病有较好效果的一组（此药指公认效果较好）。

D、给药组：

所要研究的药物分（低、高、中）的量效关系给药。

3、实验动物的标号

本实验用染色法：

染色应顺反面染色。

染料的选择：

环保、健康、经济、颜色鲜明、染色要持久

染色的位置：

背部左前腿；

两耳的中间；

背部右前腿；

背部左中心；

背部正中心；

背部右中心；

背部左后腿；

尾巴正上方；

背部右后腿；

不染色。

4、实验动物的称重

用烧杯装少量垫料，置于分析天平上调零，用右手把小鼠的尾部抓住，放进烧杯里，读取数据。

记录各标号小鼠体重计数

1、抓取固定小鼠时，一定要使小鼠温顺以便固定。

2、染色小鼠时，一定要注意染色的具体位置，染色点尽量规范，吹干时小鼠比较活泼，要注意小鼠的安全，以免伤到小鼠。

3、染色应顺反都染，以避免在实验时间内颜色脱落。

预习下次实验并完成预习报告。

请对于实验动物与普通宠物养育的主要异同。

实验三实验动物被毛的去除、麻醉

1、掌握实验动物被毛去除的方法与技术。

2、学习实验动物麻醉的原理、方法与技术。

在动物福利和伦理理论的指导下，结合动物的生理特征以及药物的性质，实现实验的动物被毛的去除和麻醉等内容。

7、剪刀、口罩、水、棉花、乙醚、麻醉缸（大烧杯或干燥缸）、镊子。

1、实验动物被毛的去除。

主要方法有：

剪毛法、刮毛法、拔毛法、脱毛法。

本次实验主要做剪毛法。

带上手套，右手抓住小鼠尾巴提起，放于笼盖上，左手抓住小鼠右手安抚一下，用小剪刀逆鼠毛方向竖起要剪部位的毛，贴着皮肤小心剪去。

把剪刀放入有水的小烧杯中洗去剪刀上的毛，对小鼠进行适当的安抚后放入笼子。

2、实验动物的麻醉

麻醉缸制作：

取干棉花以乙醚浸湿，然后放入广口瓶底部，再铺一层棉花作铺垫，盖主盖子。

麻醉：

抓住小鼠尾巴提起，迅速放入麻醉缸内，观察小鼠心跳减弱，被麻醉后迅速取出，放于实验台上等待苏醒。

记录好麻醉时间以及苏醒时间。

记录小鼠的麻醉时间及苏醒时间，最好列表

1、去除小鼠被毛时，必须把小鼠抓稳固，刮毛时除美观外还要注意别刮伤小鼠的皮肤，如果不小心弄出血了，可用棉花迅速止血。

2、麻醉小鼠时必须时刻注意小鼠状况，避免麻醉过度导致小鼠死亡，如果出现我们强烈建议为它默哀2分钟。

1、人类麻醉药的种类有哪些？

2、实验动物麻醉药有哪些？

实验四实验动物的给药

（一）

1、掌握实验动物皮下注射的方法和与技术。

2、掌握实验动物腹腔注射给药的方法与技术。

3、熟悉实验动物灌胃给药的方法与技术。

4、了解实验动物尾尾静脉注射给药的方法与技术。

在动物福利和伦理理论的指导下，根据实验动物的生理特征，结合不同实验的要求，完成实验动物的各种给药技术。

7、一次性注射器、灌胃针、酒精、棉球、生理盐水

1、皮下注射给药

首先检查小鼠被毛是否去除，固定小鼠在大拇指和食指间，用一次性针吸好生理盐水，排除气泡。

用7%酒精给小鼠皮肤消毒，针尖进入小鼠腹部皮下2-3nm处，在推动针将大约0.02ml的生理盐水注入皮下。

且能看到约绿豆大小的小包即可，取出注射针，用棉球轻轻按一下，以防止液体往外渗出。

（注射时，针和小鼠呈15-30为易）

2、腹腔注射给药

固定小鼠后消毒皮肤，针头吸取药物排除气泡，用针头穿过小鼠的腹部皮肤进入腹腔约0.5cm，将生理盐水慢慢推进小鼠腹部取出针头，用棉球轻轻按住片刻。

（给药时，针和小鼠呈45-60为易）

3、固定小鼠-排气泡-进针。

记录好每只标号小鼠皮下注射与腹腔注射所用的药物剂量并观察现象。

1、皮下注射时，注意针尖进入皮肤的深浅，当小鼠很活泼时可适当增加固定，将小鼠的左下脚固定在手指下。

2、腹腔给药时千万要小心，不要伤到小鼠腹部的器官，出针后用棉球轻轻按住注射口。

1、人给药的一般方法有哪些？

2、实验动物灌胃的注意事项有哪些？

实验五给药

（二）与采血

1、巩固和掌握灌胃给药的方法与技术。

2、学习和了解尾静脉注射给药的方法与技术。

3、掌握剪尾采血的方法与技术。

4、掌握眼球采血的方法与技术。

在动物福利和伦理理论的指导下，根据实验动物的生理特征，结合各种实验的具要求，完成各种采血的操作。

7、灌胃针、一次性注射器、酒精棉球、剪刀、麻醉缸、口罩、手套、弯头镊子、生理盐水、酒精、乙醚

1、灌胃给药

将小鼠固定让身体保持直，将灌胃针伸进小鼠的嘴里，针头向着人的方向，插入约3cm左右即可，然后推针将生理盐水注入小鼠的胃里。

2、尾静脉注射

抓取小鼠用鼠笼的盖子倒过来将小鼠固定，抓住它的尾巴，寻找一条合适静脉，用酒精棉球涂抹使静脉扩张然后以15度进针，向前平推药，出针后用干燥的棉花止血。

3、剪尾采血

抓取小鼠用鼠笼的盖子倒过来将小鼠固定，抓住它的尾巴，固定好用酒精棉球消毒尾部，用剪刀剪去尾尖约2-3nm，迅速理尾挤压取血，采血用棉球按住2分钟止血。

4、眼球采血

抓取小鼠用麻醉缸麻醉后迅速取出，用酒精棉球消毒小鼠的眼球和弯头镊子，将小鼠固定好，用弯头镊子将小鼠的眼球挤出并摘除，采血后用棉球迅速按住5分钟止血。

1、记录灌胃给药所用的剂量及观察现象。

2、记录剪尾采血的现象。

3、记录眼球采血的麻醉时间、苏醒时间以及小鼠采血后是否死亡。

1、灌胃给药时针头要向着鼠肚方向，插入深度要足够3-4cm，抓鼠时要稳身子要直。

2、剪尾采血时要注意止血和老鼠的活动。

3、眼球采血时：

麻醉时间得控制好，不能过长，以防闷死小鼠，不能过短，否则进行摘除眼球时不方便；

准备工作得先做好，以保证用最快的速度完成；

切除眼球前要消毒，止血时不能用力过猛，不要压住小鼠的鼻子，以防它呼吸受阻。

1、实验小鼠采血的方法和种类有哪些？

2、灌胃给药的注意事项有哪些?

实验六药理动物模型

（一）

1、学习和了解实验动物模型的各种原理和方法。

2、掌握实验动物悬尾动物模型的方法与技术。

3、掌握实验动物强迫游泳动物模型的方法与技术。

在动物福利和伦理理论的指导下，根据各种药理实验的要求，结合实验动物的生理与心理特征，制作各种动物模型（利用小鼠模拟人类心理活动，制作行为绝望模型）。

7、棉线、医用胶布、运动秒表、实验动物专用游泳设备、手套、鼠笼

1、药理及动物模型简介。

2、抗抑郁药理模型

行为绝望：

产生一个行为让小鼠认为做任何努力都无效或没有改善的可能；

化学绝望：

用化学药物造成无法生存的结果（如利血平造成体温下降、睁眼不能、运动不能）；

CMS:

慢性温和应激；

CMUS。

3、悬尾动物模型

用约4cm胶布将小鼠尾部约离尾尖1cm处粘起，头部离地约5cm，总共悬挂6min，记录后4min不动时间（四肢不动，累积记录），环境需要安静，小鼠的个体差异较大。

4、强迫游泳动物模型

用水桶装1/2桶水，从笼子中取出小鼠，轻轻地放进水中，并马上开始倒计时5min，在后4min记录小鼠的不动累积时间。

1、记录悬尾动物模型小鼠不动的累积时间；

2、记录强迫游泳动物模型小鼠不动的累积时间。

1、在做以上两个实验时，注意环境安静秒表尽量不靠近实验动物；

2、强迫游泳实验中，注意放小鼠的高度，不要过高，水位要适宜约1/2桶。

1、谈谈你对生命及死亡的理解？

2、抗抑郁的实验动物模型主要有哪些？

实验七药理动物模型

（二）

1、掌握抗疲劳动物模型、拘束应激模型、镇痛模型、镇咳模型等实验动模型的制作方法。

2、了解实验模型的意义与应用。

在动物福利和伦理理论的指导下，根据实验动物的生理特征，结合不同动物实验的要求，完成实验动物的抗疲劳动物模型、拘束应激模型、镇痛模型、镇咳模型等制作。

7、长度1米直径2cm的不锈钢管、秒表、500ml广口瓶、拘束管、一次性注射器、醋酸、喷雾器、喷雾缸、浓氨水。

1、抗疲劳动物模型

爬杆试验

取一根长为1m，直径为2cm不锈钢管，平放，把小鼠放到管的中间，缓竖起钢管，用秒表记录小鼠悬在管上的时间。

耐氧试验

抓取小鼠，将它放进磨口玻璃罐里，盖上盖子，让它在罐子里呆上10min,并观察现象。

2、应激模型

用打了通气孔的离心管作为拘束管，抓取小鼠将它塞进拘束管中，盖上有孔的盖子，让它的尾巴露出来，并拧紧盖子，让它在拘束管中呆1h,观察现象。

3、镇痛模型

醋酸扭体法

抓取小鼠，腹腔注射0.3ml0.7%的醋酸溶液，注射完后将小鼠放在鼠笼上观察它产生疼痛的现象，并记录其产生第一次疼痛而扭体的时间（潜伏期）和其后15min内所产生疼痛扭体的次数。

4、镇咳模型

抓取小鼠，将其放入喷雾缸中，用装有浓氨水的喷雾瓶对着横放的喷雾缸喷一次浓氨水，并马上盖上盖子，注意要留一条缝给小鼠呼吸，开始计时，记录小鼠产生第一次咳嗽时的时间（潜伏期）和其后2min内小鼠咳嗽的次数。

1、记录抗疲劳试验中小鼠的现象；

2、记录耐氧试验中小鼠的现象；

3、记录拘束试验中小鼠的现象；

4、记录镇痛模型中的潜伏期及扭体次数；

5、记录镇咳模型中的潜伏期及咳嗽次数。

镇痛、镇咳模型实验，要细心观察小鼠的反应现象。

1、应激模型的应激源有哪些？

2、炎症的表现和症状有哪些？

实验八处死、解剖、考试

综合性

1、学习和了解实验动物死亡、处死的理论方法与技术。

2、初步掌握实验动物解剖的方法与技术。

3、综合应用实验动物的各种技术，完成从饲养到解剖的全流程。

在动物福利和伦理理论的指导下，对实验动物进行合理管理，完成实验动物的处死及解剖。

7、手术台、解剖板、镊子若干、手术剪、一次性注射器、离心管、棉花、电子天平、手套、柠檬酸钠等

1、实验动物的处死

大规模处死，通入CO2使实验动物在不知不觉中死亡。

脱颈椎处死，抓取和固定小鼠在鼠笼上，一只手抓住小鼠的头部另一只手抓住小鼠的尾巴，平衡向两边用力拉，让小鼠颈椎脱掉从而死亡。

2、实验动物的解剖

处死小鼠后将小鼠仰面朝上，躺在解剖板上用五枚大头针固定四肢和头部，用镊子夹胸部下方的表皮，然后用手术剪剪开向上打开小鼠的胸腔，取出小鼠的心脏、肺和胸腺，向下打开小鼠的腹腔取出小鼠的肝脏、肾脏和脾，最后将小鼠反过来固定好，剪开小鼠的脑壳取出大脑。

3、考试

抓取及固定、性别鉴定、皮下注射、腹腔注射、灌胃、剪尾采血、解剖并取出小鼠的内脏，包括心脏、肝脏、肾、脾、胸腺、肺和脑，并分别称取各个内脏的重量和总重。

记录小鼠性别、重量、采血量。

记录小鼠各个内脏的重量及总重。

计算小鼠各个内脏的器官指数。

1、小鼠处死时一定要注意力度，不要太用力也不要太轻，尽量让小鼠少受些痛苦。

2、在小鼠的解剖时，要注意顺序，肝脏比较大有很多叶，要细心分离。

1、实验动物处死的主要方法有哪些？

2、回顾所学的技术动作，你最熟悉的技术动作是什么？

最陌生的技术动作是什么？

最喜欢的技术动作是什么？

最讨厌的技术动作是什么？