电镜样品制备docWord格式.docx

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此类样品一般含硅质、钙质，角质，砝琅质和纤维素等成份，所以通常只经过表面清洁、装台（粘胶）、导电处理等简单过程即可进行观察。

如要观察其断面或内部结构时，经断裂、解剖或酶消化、蚀刻等再装台、镀膜处理，即可进行观察拍照。

另-类为含水分较多的软组织，如大多数的动植物器官、组织及细菌等均属此类。

对于此类样品，在金属镀膜前，一般都需经过固定、脱水、干燥等处理，如不经处理或处理不当，就会造成样品损伤和变形，出现各种假像，因此对每一处理步骤都应给予重视。

但是，不管是那一类样品的制备，都应达到以下要求：

∙尽可能保持样品活体时的形貌和结构，以便如实地反映样品本来面目。

∙在样品的干燥过程尽可能减少样品变形。

∙样品表面应有良好导电性能和二次电子发射率，以防止和减少样品的荷电效应。

样品的前期处理

扫描电镜样品的前期处理主要包括表面清洁、固定、漂洗和脱水等过程。

而每一过程的处理方法基本上都是沿用透射电镜样品的处理方法的，所以，这里不一一再作详述。

但是，由于两种电镜观察的要求不同，因此，在处理中也有不同之处：

1.透射电镜主要研究样品的内部结构要求内部结构保存好，因而样品宜尽可能小使固定液能迅时渗入固定。

扫描电镜观察表面形貌，而且为了操作方便选取较大样品。

一般在8～10mm2左右，高度可达5mm。

2.扫描电镜要求完整且清洁表面，但是在许多样品的表面常附有粘液、血液、组织液及灰尘等杂物，妨碍着观察，以致造成对图像的错误解释，所以，在固定前都必须特别做好表面的清洁工作。

以下简介前期处理方法：

清洁'

：

对样品的清洁可根据不同的样品采用不同的方法，其中常用的方法有:

∙表面正常干燥的样品如叶、花瓣、茎等蜡叶标本，可用吹气球或用除尘器吹净，也可用软毛笔轻扫等方法除去表面的灰尘和其它杂物，但需注意不要损伤样品，吹风和清扫的力量取决于样品的硬度和污染的程度。

∙一般动植物组织，可用蒸馏水、生理盐水或缓冲液漂洗或冲洗。

至于采用何种清洁液清洗，要视组织本身对清洗液渗透压变化的敏感程度而定，如用缓冲液清洗时，应与配制固定液的缓冲液一致，否则会因性质不同而产生化学反应从而影响固定效果。

∙对有油脂分泌物和蜡质覆盖层的样品如毛发、蚧虫等，应采用有机溶剂反复浸洗。

∙对一些附有粘液的组织可采用酶解法或其它试剂处理来清洗，如一般组织可用木瓜蛋白酶和淀粉酶清洗；

肠粘膜可用糜蛋白酶清洗；

用胰蛋白酶可分离和清洗胃粘膜的细胞。

有些组织也可用试剂进行清洗，如要分离神经细胞可用稀释的乙二胺四醋酸处理，用甘油和稀释的乙醇延长浸渍时间可以从分泌乳腺中除去乳汁等。

∙对微小的样品要用离心法或放在用镍过滤网制的小容器中清洗。

∙对于特殊的样品还须用特殊的方法进行清洗。

固定:

样品的固定、漂洗和脱水等处理所用的试剂和方法基本上与透射电镜的样品相同，但由于扫描电镜观察的是样品的表面，主要是要求保持样品表面的原貌，因此，在固定、漂洗和脱水过程也与透射电镜样品处理有不同之处。

除采用戊二醛、四氧化锇、高锰酸钾等固定液进行固定外，还可采用下列几种固定液：

∙Sjodstrand固定液：

A液：

氯化钠40.3g+氯化钾2.1g+钙0.9g+双蒸镏水500ml

B液：

醋酸钠9.714g+凡罗那钠（Veronal）14.74g+双蒸馏水500m1

使用时吸取A液10ml，B液3.4ml，再加0/1mol/L盐酸11ml和锇酸05g+50ml蒸馏水

∙Dalton氏固定液：

此种固定液为4％重铬酸钾（pH7.2）与3.4％氯化钠等量混和后，再与2％四氧化锇等量混使即得。

这种固定液无沉渣，对样品损伤少。

在能保持样品不变形的前提下，不少样品（特别是植物样品）采用戊二醛单固定即可。

为了加强固定效果，还可将几种不同的固定液配合使用，进行双固定或多次固定（尤其是动物样品）；

如用用戊二醛作前固定，用锇酸作后固定。

脱水：

脱水剂常用乙醇和丙酮。

丙酮能使組织块变硬，是它的优点。

样品的干燥

生物样品的制备中，干燥是最关键的步骤。

干燥过程除引起样品收缩之外，水的表面张力会使样品表面形貌发生很大的变化，这对扫描电镜的表面形貌观察特别有害。

在透射电镜的样品制备中用乙醇脱水，是为了包埋剂的渗透（因水不与包埋剂互溶，而乙醇则能互溶）。

而在扫描电镜的样品制备中，脱水是用表面张力小的乙醇取代表面张力很大的水，从而使干燥过程对样品表面产生的影响较少。

然后就是如何设法使样品表面不受或少受表面张力影响的条件下除去乙醇，这就是干燥。

目前常用的干燥方法主要有空气干燥法、临界点干燥法、冰冻干燥法、真空干燥法和莰烯干燥法等。

空气干燥法

空气干燥法又称自然干燥法，就是将经过脱水的样品，让其暴露在空气中使脱水剂逐渐挥发干燥。

此法的最大优点是简单易行和节省时间，它的致命缺点是在干燥过程中，组织会因脱水剂挥发时表面张力的作用而产生收缩变形。

因此，此种方法一般只适用于外壳（表面）较为坚硬的样品。

在采用空气干燥时，为了减少样品的收缩变形，除使用易挥发和表面张力小的脱水剂如乙醇、丙酮等外，还应使样品得到充分固定，特别是须经四氧化锇固定效果才较好。

因为它会使组织变得较为坚硬，使收缩变形减少。

然而，空气干燥引起的收缩并非完全不利，有时可以通过收缩使细胞之间相互剥离，从而能清楚地观察到一个个单独存在的细胞及其表面结构。

此外，还可通过细胞成份在干燥时的收缩，观察到细胞内的线粒体、细胞核等成份的存在。

但这种机会很少，而且因收缩带来的不利是主要的，所以，目前很少采用。

临界点干燥法

临界点干燥法是一种消除了物相界面（液相／气相），也就是消除了表面张力来源的干燥方法。

这种方法由于没有表面张力的影响，所以样品不易收缩和损伤，此法所用的仪器结构不甚复杂，操作较为方便，所用的时间也不算长，一般约2h左右即可完成，所以，是最为常用的方法。

物质的临界点是1822年由CharlescagriddeLaTour发现的。

他将不同的液体分别装进玻璃试管并密封起来，然后一边转动一边加热，这时，他发现随着温度的升高，试管内的液相和气相之间的弯月面开始变得模糊起来，只有在试管冷却之后，弯月面才又重新出现。

每种液体都存在某一温度，在这一温度时，液相的弯月面完全消失。

那么，弯月面的消失意味着什么呢?

它意味着液相和气相之间的界面没有了，之所以出现这种现象，是因为在密封的容器里，液体受热膨胀，而气体本身被压缩，最后在某一特定的温度和压力下，液体由于膨胀，气体由于被压缩而使两者的密度相同，因而相互混合成一种均一的流体，原先存在它们之间的弯月面（即液面）就消失了，表面张力也自然消失了。

因此，所谓临界点，就是指使物质的气态和液态两相之间达到相同密度，成为均一流体状态时的温度和压力的总称。

此时的温度称临界温度；

此时的压力称临界压力。

不同的物质都有其特定的临界点，一般用于扫描电镜样品临界点干燥的置换剂的临界温度和压力见表10-1。

如果在临介点进行干燥，由于表面张力消失就不会造成样品表面的损伤。

但进行临界点干燥，需用专用的临界点干燥器。

具体处理步骤如下：

1.固定脱水按透射电镜常规制样方法进行。

2.纯丙酮置换乙醇如样品是用乙醇脱水的，在脱水至100％后，用纯丙酮置换15～20min。

3.中间液处理即在用丙酮置换乙醇后,用醋酸异戊酯（乙酸异戊B8）处理15-80min（也可以过夜）置换丙酶。

由于醋酸异戊酯与液态二氧化碳能互溶，使液态二氧化碳容易渗入样品中。

4.装样将样品从醋酸异戊酯中挑入（或倒入）样品笼中，用滤纸吸去样品笼外围的醋酸异戊酯，然后连笼移入仪器的样品杯（高压容器）内，盖上盖并拧紧以防漏气。

（注：

在装样前，应先打开仪器电源，将温度调节设定在0℃处预冷10～15min，以保证液态二氧化碳有足够量进入样品杯中）。

5.注入液体二氧化碳依次打开二氧化碳钢瓶排气阀和仪器的进气阀在0～10℃下，向样品杯注入液体二氧化碳。

6.漂洗当液体二氧化碳充至样品杯容积的50％（通过刻度尺观察，以液面超过样品笼为度）时，关闭仪器进气阀，静置15～20min，让醋酸异戊酯向液态二氧化碳中充分扩散，然后，打开仪器排气流量计阀门和进气阀门，让其边排气边充液10min左右，（让含有醋酸异戊酯的二氧化碳排出和充入新鲜的液态二氧化碳）再关闭排气阀；

继续充入液体二氧化碳至样品杯的80％左右，关闭进液阀，停止充液。

7.加温置换将温度调节设定在20℃处经15～20min后，由于温度升高，杯内液体二氧化碳逐渐气化，因此，压力也随之上升至7000Pa左右，样品中的醋酸异戊酯将与二氧化碳充分置换。

8.气化将温度旋钮调至临界温度以上（35～40℃），此时随着温度升高，样品杯内的压力也逐渐增加，达到二氧化碳的临介点，界面也随之消失。

当压力达到7134Pa时，经5min后，即可排气。

9.排气在保持温度不变的条件下（即不关电源），打开流量计的排气阀门，以1.0～1.51／min的速度排气（速度慢些更好）。

约经45～60min后，排气完毕，样品杯的压力下降到零，将温度调节至室温约5rain后，即可取出样品装台镀膜（若不能立即装台，应置于干燥器内保存）。

临界点干燥的成败如何；

与每一步的操作有很大关系，因此，操作时应注意以下事项：

1.在样品放进样品杯前，样品杯应预先冷却至0～10℃，因为温度过高，充入的液体二氧化碳会立即气化膨胀，压力增加，妨碍二氧化碳液体继续进入样品杯。

2.样品不宜过湿，但也不能让其表面干涸，应在半干半湿时送入样品杯。

因为过湿表明乙酸异戊脂太多会干燥后样品仍含有乙酸异戊脂，影响干燥效果。

而过干又会因空气干燥而造成样品己变形，再进行临介点干燥也没有意义了。

3.一次加入的样品不宜过多，以免带进过多的中间液，使样品干燥不完全，另外，样品过多使二氧化碳量充入不足而达不到临界点。

4.充入液体二氧化碳的量要足。

因为充液量不足，达不到临界值，起不到临界点干燥作用，一般充液量应达样品杯容积的2/3左右。

5.在加温气化时，实际操作温度应超过临界值，以保证达到充分的临界状态。

6."

开"

、"

闭"

阀门时，动作要轻缓，尽量防止二氧化碳液对样品产生突然冲击而造成样品损伤。

因此，样品笼的上下应垫上一层镜头纸或滤纸。

排气速度也应尽量缓慢，一般放气时间应在．4Omin以上，有时也可以放气过夜或过中午。

二氧化碳临界点干燥法除用液体二氧化碳外，也有用固体二氧化碳（干冰）作干燥介质的。

与液体二氧化碳比较，固体二氧化碳有以下优点:

1.有利于微小样品的干燥，例如像玻璃片上的游离细胞，若用液体二氧化碳干燥，由于二氧化碳气体急剧地喷入样品杯内很可能使样品被吹掉，而用固体二氧化碳干燥，则完全没有这种危险。

2.不需要用钢瓶，钢瓶很重，搬运麻烦；

用固体二氧化碳时，有适当大小的保温瓶（如冰壶）就可以了，因此很方便。

3.能保证二氧化碳装满样品室，即使用固体二氧化碳时，每次都能准确地放入足够酌量，而不会像使用液体二氧化碳时由于钢瓶中二氧化碳不足，充不进样品杯内，使样品干燥不完全而造成损伤。

4.夏天使用方便在使用液体二氧化碳时，若室温超过临界温