实验01植物细胞渗透势的测定.docx

资源描述

实验01植物细胞渗透势的测定.docx

《实验01植物细胞渗透势的测定.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《实验01植物细胞渗透势的测定.docx（27页珍藏版）》请在冰豆网上搜索。

实验01植物细胞渗透势的测定.docx

实验01植物细胞渗透势的测定

植物细胞的渗透势主要取决于细胞液的溶质浓度，因此又称溶质势。

已知在干旱、盐渍等条件下，一些植物常在细胞内主动积累溶质，以降低其渗透势，增加吸水能力，而在一定程度上维持膨压，保障细胞的生长和气孔的开放，这种现象叫做渗透调节作用。

渗透调节能力的大小可以用逆境条件下细胞渗透势的降低值来表示，在水分生理与抗性生理研究中经常需要测定。

以下介绍两种测定方法。

一、质壁分离法测定植物细胞的渗透势

【原理】

将植物组织放入一系列不同浓度的蔗糖溶液中，经过一段时间，植物细胞与蔗糖溶液间将达到渗透平衡状态。

如果在某一溶液中细胞脱水达到平衡时刚好处于临界质壁分离状态，则细胞的压力势ψp下降为零。

此时细胞液的渗透势ψs等于外液的渗透势ψs0，即ψs=ψs0，此溶液称为该组织的等渗溶液，其浓度称为该组织的等渗浓度，因此，只要测出植物组织的等渗浓度，即可计算出细胞液的渗透势ψs。

实际测定时，由于临界质壁分离状态难以在显微镜下直接观察到，故一般均以初始质壁分离作为判断等渗浓度的标准。

处于初始质壁分离状态的细胞体积，比吸水饱和时略小，故细胞液浓缩而渗透势略低于吸水饱和时的渗透势，此种状态下的渗透势称基态渗透势。

【仪器与用具】

显微镜1台；载玻片与盖玻片各若干；温度计1支；尖头镊子1把；刀片1片；小培养皿（直径6cm）9套；试剂瓶若干；烧杯、容量瓶、量筒、吸管等；吸水纸适量。

【试剂】

1mol/kgH2O蔗糖溶液称取预先在60～80℃下烘干的蔗糖34.2g溶于100g蒸馏水中，即为1质量摩尔浓度蔗糖溶液。

蔗糖系列标准液取干燥洁净的小试剂瓶9支编号，用1mol/kgH2O蔗糖溶液依C1V1=C2V2公式配制0.30、0.35、0.40、0.45、0.50、0.55、0.60、0.65、0.70mol/kgH2O等一系列不同浓度的蔗糖溶液（具体范围可根据材料不同而加以调整），贮于试剂瓶中，瓶口加塞以防蒸发浓缩。

0.03%中性红溶液。

【方法】

1．选大葱或洋葱鳞茎内表皮、小麦叶片等作实验材料。

2．取干燥洁净的培养皿9套编号，将配制好的不同浓度蔗糖溶液按顺序加入各培养皿中使成一薄层，盖好培养皿盖备用。

3．用镊子剥取供试材料下表皮或用刀片小心刮取小麦叶片上表皮（参考实验1），大小以0.5cm2为宜。

吸去切片表面水分，立即浸入不同浓度的蔗糖溶液中，每一浓度4～5片。

为便于观察，可先将切片于0.03%中性红内染色5min左右，吸去水分，再浸入蔗糖溶液中，但如不加染色即能区别质壁分离时，仍以不染色为宜。

4．切片在蔗糖溶液中浸泡20～30min，同时记录室温，取出放在载玻片上，滴一滴相同浓度的糖液，盖好盖玻片，显微镜下观察确定引起50%以上细胞发生初始质壁分离（即原生质体刚从细胞壁的角隅分离）的浓度，每片观察的细胞不应少于100个，观察要迅速。

如果在两个相邻浓度的切片中，一个没有发生质壁分离或质壁分离的细胞不足50%，另一个发生质壁分离的细胞数超过50%，则可粗略地将这两个浓度的平均值作为其等渗浓度，也可用插值法更准确地确定等渗浓度。

检查时可先从中间浓度开始。

5．由所得到的等渗浓度和测定的室温，可用下式计算细胞液的渗透势（ψs）：

Ψs=﹣iCRT

式中各参数的意义见实验5（植物组织水势的测定）。

6．也可用CaCl2或NaCl代替蔗糖，但须改变式中等渗系数。

CaCl2的i值可用2.6，NaCl一般为1.8（见附录四）。

7．试比较不同植物材料的渗透势，把结果列于表6-1：

表6-1测定植物组织渗透势记载表

蔗糖克分子浓度（M）

渗透势（巴）

质壁分离的相对程度（作图表示）

0.70

0.65

0.60

0.55

0.5

0.45

0.40

0.35

0.30

【思考题】

1．配制蔗糖溶液时为何用质量摩尔浓度（mol/kgH2O）而不用容积摩尔浓度mol/L？

2．某植物叶片吸水饱和时的渗透势经测定为-0.8MPa，又用质壁分离法测出其渗透势为-0.9MPa，请计算质壁分离状态的细胞液体积相当于饱和时的百分数。

实验02植物的无土培养和缺素症状

植物正常生长发育需要多种矿质元素。

但要确定各种元素是否为植物所必需，必需借助无土培养法（溶液培养和砂基培养法）才能解决。

近年来，无土栽培不仅作为一种研究手段，而且成为新的生产方式，在蔬菜、花卉生产中开始大规模应用。

本实验学习溶液培养的技术，并证明氮、磷、钾、钙、镁、铁诸元素对植物生长发育的重要性。

【原理】

用植物必需的矿质元素按一定比例配成培养液来培养植物，可使植物正常生长发育，如缺少某一必需元素，则会表现出缺素症；将所缺元素加入培养液中，缺素症状又可逐渐消失。

【仪器与用具】

25ml和500ml烧杯各1个；吸量管1ml1支，5ml10支；1000ml量筒1个；培养瓶（可用1000ml塑料广口瓶或瓷质、玻璃质培养缸）７个；黑色蜡光纸适量；塑料纱网纱布（15cm×15cm）1块；精密pＨ试纸（pＨ5～6）或广泛pＨ指示剂；搪瓷盘（带盖）１个；石英砂适量；陶质花盆１个；500ml试剂瓶11个。

【试剂】

表11-1大量元素贮备液配制表

营养盐

浓度（g/L）

Ca（NO3）2·4H2O

236.0

KNO3

102.0

MgSO4·7H2O

98.0

KH2PO4

27.0

K2SO4

88.0

CaCl2

111.0

NaH2PO4

24.0

NaNO3

170.0

Na2SO4

21.0

EDTA-Fe{

EDTA-Na

7.45

FeSO4·7H2O

5.57

硝酸钾；硫酸镁；磷酸二氢钾；硫酸钾；硫酸钠；磷酸二氢钠；硝酸钠；硝酸钙；氯化钙；硫酸亚铁；硼酸；氯化锰；硫酸铜；硫酸锌；钼酸；盐酸；乙二胺四乙酸钠（EDTA-Na）。

以上试剂均需分析纯。

【方法】

1.精选高活力玉米（或番茄、向日葵）种子为试验材料。

2.培苗：

用搪瓷盘装入一定量的石英砂或洁净的河沙，将已浸种一夜的玉米（或番茄）等种子均匀地排列在砂面上，再覆盖一层石英砂，保持湿润，然后放置在温暖处发芽。

第一片真叶完全展开后，选择生长一致的幼苗，小心地移植到各种缺素培养液中。

移植时注意勿损伤根系。

3.配制大量元素及铁贮备液：

用蒸馏水按表11-1配制。

微量元素贮备液按以下配方配制：

称取H3BO42.86g，MnCl2·4H2O1.81g，CuSO4·5H2O0.08g，ZnSO4·7H2O0.22g，H2MoO4·H2O0.09g，溶于1L蒸馏水中。

表11-2完全培养液和各种缺素培养液配制表

贮备液

每100ml培养液中各种贮备液的用量（ml）

完全

缺N

缺P

缺K

缺Ca

缺Mg

缺Fe

Ca（NO3）2

0.5

KNO3

0.5

MgSO4

0.5

KH2PO4

0.5

K2SO4

0.5

0.1

CaCl2

0.5

NaH2PO4

0.5

NaNO3

0.5

Na2SO4

0.5

EDTA-Fe

0.5

微量元素

0.1

配好以上贮备液后，再按表11-2配成完全培养液或缺乏某元素的培养液（用蒸馏水）。

（调节pH至5.5～5.8）。

4.取7个1000毫升塑料广口瓶，分别装入配制的完全培养液及各种缺素培养液900ml，贴上标签，写明日期。

然后把各瓶用黑色蜡光纸或黑纸包起来（黑面向里），或用报纸包三层，用0.3mm的橡胶垫做成瓶盖，并用打孔器在瓶盖中间打一圆孔，把选好的植株去掉胚乳，并用棉花缠裹住茎基部，小心地通过圆孔固定在瓶盖上，使整个根系浸入培养液中，装好后将培养瓶放在阳光充足、温度适宜（20～25℃）的地方，培养3～4周。

5.实验开始后每两天观察一次，并用精密pH试纸检查培养液的pH值，如高于6，应用稀盐酸调整到5～6之间。

为了使根系氧气充足，每天定时向培养液中充气，或在盖与溶液间保留一定空隙，以利通气。

培养液每隔一周需更换一次。

注意记录缺乏必需元素时所表现的症状和最先出现症状的部位。

待各缺素培养液中的幼苗表现出明显症状后，可把缺素培养液一律更换为完全培养液，观察症状逐渐消失的情况，并记录结果。

【思考题】

1.为什么说无土培养是研究矿质营养的重要方法?

2.比较溶液培养和砂基培养的优缺点。

3.进行溶液培养或砂基培养有时会失败，主要原因何在?

实验03-04植物激素对愈伤组织形成和分化的影响

在植物组织培养中，原已分化的外植体（根、茎、叶、花、果实、种子、花粉等）细胞，又能重新进行分裂生长，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织，这个过程称为脱分化。

愈伤组织经过继代培养后又可分化形成根和芽，称为再分化。

植物激素在“再分化”中起重要作用。

【原理】

愈伤组织分化根和芽受培养基中生长素和细胞分裂素的相对浓度的影响，生长素/细胞分裂素比值高时，促进根的分化；比值低时，则促进芽的分化；两种激素比值适中时，则愈伤组织生长占优势或不分化。

这样，通过改变两种激素的相对浓度即可有效地调节愈伤组织再分化的进程。

【仪器与用具】

超净工作台；高压灭菌锅1个；手术刀一把；长柄镊子1把；三角瓶4支；容量瓶：

25ml、50ml、500ml、1000ml各1支；吸量管：

1ml、2ml、5ml、10ml各1支；培养皿1个；下口杯1个；烧杯1000ml1个；酒精灯1个；牛皮纸；白线绳；培养室。

【试剂】

75％乙醇；1％次氯酸纳；1mol/LHCI；琼脂；6-苄基腺嘌呤；萘乙酸；MS培养基中各种化合物（配方见附录七）。

【方法】

1.配制培养基

按MS培养基配方（见附录七），先配制各母液。

（1）按表36-1，配置10倍的大量元素母液：

表36-110倍的大量元素母液配置表

无机盐

NH4NO3

KNO3

CaCl2·2H2O

MgSO4·7H2O

KH2PO4

重量（g）

16.5

4.4

3.7

1.7

用蒸馏水溶解并定容至1000ml。

（2）按表36-2配置100倍的微量元素母液：

用蒸馏水溶解并定容至1000ml。

（3）200倍的铁盐母液：

称EDTA-Na23.37g，FeSO4·7H2O2.78g，用蒸馏水溶解并定容至500ml。

（4）有机成分：

①20mg/ml的肌醇溶液称取2g肌醇，用蒸馏水溶解后定容至100ml。

②0.5mg/ml的烟酸溶液称取12.5mg的烟酸，用蒸馏水溶解后定容至25ml。

③1mg/ml的甘氨酸溶液称取25mg甘氨酸，用蒸馏水溶解后定容至25ml。

表35-2100倍的微量元素母液配置表

无机盐

重量（mg）

H3BO4

620

MnSO4·4H2O

2230

ZnSO4·7H2O

860

Na2MoO4·2H2O

CuSO4·5H2O

2.5

CoCl2·6H2O

2.5

④0.5mg/ml的盐酸吡哆醇（维生素B6）称取12.5mg盐酸吡哆醇，用蒸馏水溶解后定容至25ml。

⑤0.1mg/ml的盐酸硫胺素（维生素B1）称取10mg盐酸硫胺素，用蒸馏水溶解后定容至100ml。

（5）植物激素：

①0.1mg/ml的萘乙酸溶液称取10mgNAA，用少量95％乙醇溶解后，用蒸馏水定容至100ml。

②1mg/ml6-苄基腺嘌呤称取50mg6-BA，用少量1mol/L的HCl溶解后，用蒸馏水定容至50ml。

将各种元素的母液混合，配制成MS培养基，其中1升体积中所含各种元素的母液含量如表36-3：

表36-31LMS培养基中各种元素的母液含量

大量元素母液

100ml

微量元素母液

10ml

铁盐母液

5ml

肌醇母液

5ml

甘氨酸母液

2ml

烟酸母液

1ml

盐酸吡哆醇母液

1ml

蔗糖

30g

盐酸硫胺素母液

1ml

琼脂

再按表36-4分别加入NAA和6-BA母液：

表36-4培养基1～4加入NAA、6-BA配置表

培养基

NAA母液

0.1ml

0.2ml

0.1ml

6-BA母液

3ml

先在三角烧杯（或不锈钢锅）加入600ml蒸馏水，加入所需的琼脂和糖，在水浴锅里将琼脂溶化，如果直接加热应不停地搅拌，防止在瓶底（或锅底）烧焦或沸腾溢出。

再将溶解的琼脂糖溶液倒入盛有上述各种物质母液的下口杯中，混匀，用1mol/LNaOH或1mol/LHCl调pH至5.8，用蒸馏水定容至1升。

将培养基分注到三角瓶或试管中，按容器的大小和培养要求放入适当量的培养基。

分装时注意不要把培养基沾附到瓶口或管口附近的内壁上，以免培养过程中发生污染。

分装中还要不时搅动下口杯中的培养基，否则先后分装的各瓶培养基凝固能力不同。

盖上棉塞，用牛皮纸包扎好后，放入高压灭菌锅，1.2大气压下灭菌15min，冷却后备用。

2.材料的灭菌与接种

取开花前2～3天已露白的菊花花蕾，先用自来水冲洗花蕾，然后在75％乙醇中浸泡15秒钟，后用无菌水冲洗2次，再用1％次氯酸纳溶液浸泡15min，并不时轻轻搅动。

用无菌水清洗三次，再转入放有滤纸而又无菌的培养皿中，用剪刀剪取舌状花，用解剖刀切取舌状花的5毫米见方大小的小块，一个100ml的三角瓶中6～8个小块。

接种后放到培养室中培养。

培养室内的温度为25±2℃，日光灯每天照明12h，光照强度约2000lx。

3.结果观察和记录

接种后注意观察记录外植体上愈伤组织和根芽出现的时间和数量，加以分析比较。

【注意事项】

1.在配制植物激素时，溶解试剂的乙醇和盐酸用量要少，用蒸馏水稀释时，慢慢沿烧杯内壁加入。

2.对培养基和材料及器皿的灭菌要严格。

3.分装培养基时，不能把培养基沾附到瓶口上，以免引起污染。

4.在温室内培养过程中，经常检查，及时剔除污染的材料或三角瓶。

【思考题】

1.植物激素与愈伤组织形成和器官分化有何关系？

2.在组织培养过程中应注意些什么？

实验05叶绿体色素的提取分离和理化性质

一、叶绿体色素的提取与分离

【原理】

叶绿体中含有绿色素（包括叶绿素a和叶绿素b）和黄色素（包括胡萝卜素和叶黄素）两大类。

它们与类囊体膜上的蛋白质相结合，而成为色素蛋白复合体，这两类色素都不溶于水，而溶于有机溶剂，故可用乙醇或丙酮等有机溶剂提取。

提取液可用色层分析的原理加以分离。

因吸附剂对不同物质的吸附力不同，当用适当的溶剂推动时，混合物中各成分在两相（流动相和固定相）间具有不同的分配系数，所以它们的移动速度不同，经过一定时间层析后，便将混合色素分离。

【仪器与用具】

研钵2套；漏斗；100ml三角瓶；玻璃棒；剪刀；滴管；培养皿（直径11cm）；康维皿或平底短玻管（也可用塑料药瓶盖代替）；药勺；圆形滤纸（直径11cm）；滤纸条（5cm×1.5cm）。

【试剂】

95%乙醇；石英砂；碳酸钙粉；

推动剂：

按石油醚︰丙酮︰苯（10︰2︰1）比例配制（体积比）。

【方法】

1．叶绿体色素的提取

（1）取菠菜或其他植物新鲜叶片4～5片（2g左右），洗净，擦干，去掉中脉剪碎，放入研钵中。

（2）研钵中加入少量石英砂及碳酸钙粉，加2～3ml95%乙醇，研磨至糊状，再加10～15ml95%乙醇，提取3～5min，上清液过滤于三角瓶中，残渣用10ml95%乙醇冲洗，一同过滤于三角瓶中。

如无新鲜叶片，也可用事先制好的叶干粉提取。

取新鲜叶片（以菠菜叶最好），先用105℃杀青，再在80℃下烘干，研成粉末，密闭贮存。

用时称叶粉1g放入小烧杯中，加95%乙醇20～30ml浸提，并随时搅动。

待乙醇呈深绿色时，滤出浸提液备用。

（3）另取一研钵，放入剪碎的新鲜叶片，放入少量石英砂（不加碳酸钙粉），用水研磨。

先加2ml蒸馏水，研至糊状，再加蒸馏水30ml，搅均，不过滤。

2．叶绿体色素的分离

（1）取圆形定性滤纸一张（直径11cm），在其中心戳一圆形小孔（直径约3mm）。

另取一张滤纸条（5cm×1.5cm），用滴管吸取乙醇叶绿体色素提取液沿纸条的长度方向涂在纸条的一边，使色素扩散的宽度限制在0.5cm以内，风干后，再重复操作数次，然后沿长度方向卷成纸捻，使浸过叶绿体色素溶液的一侧恰在纸捻的一端。

（2）将纸捻带有色素的一端插入圆形滤纸的小孔中，使与滤纸刚刚平齐（勿凸出）。

（3）在培养皿内放一康维皿，在康维皿中央小室中加入适量的推动剂，把带有纸捻的圆形滤纸平放在康维皿上，使纸捻下端浸入推动剂中。

迅速盖好培养皿（图16-1）。

此时，推动剂借毛细管引力顺纸捻扩散至圆形滤纸上，并把叶绿体色素向四周推动，不久即可看到各种色素的同心圆环。

如无康维皿，也可在培养皿中放入一平底短玻管或塑料药瓶盖，以盛装推动剂。

但所用培养皿底、盖直径应相同，且略小于滤纸直径，以便将滤纸架在培养皿边缘上。

（4）当推动剂前沿接近滤纸边缘时，取出滤纸，风干，即可看到分离的各种色素：

叶绿素a为蓝绿色，叶绿素b为黄绿色，叶黄素为鲜黄色，胡萝卜素为橙黄色。

用铅笔标出各种色素的位置和名称。

二、叶绿体色素的理化性质

【原理】

叶绿素是一种二羧酸—叶绿酸与甲醇和叶绿醇形成的复杂酯，故可与碱起皂化反应而生成醇（甲醇和叶绿醇）和叶绿酸的盐，产生的盐能溶于水中，可用此法将叶绿素与类胡萝卜素分开；叶绿素与类胡萝卜素都具有光学活性，表现出一定的吸收光谱，可用分光镜检查或用分光光度计精确测定；叶绿素吸收光量子而转变成激发态，激发态的叶绿素分子很不稳定，当它变回到基态时可发射出红光量子，因而产生荧光。

叶绿素的化学性质很不稳定，容易受强光的破坏，特别是当叶绿素与蛋白质分离以后，破坏更快，而类胡萝卜素则较稳定。

叶绿素中的镁可以被H+所取代而成褐色的去镁叶绿素，后者遇铜则成为绿色的铜代叶绿素，铜代叶绿素很稳定，在光下不易破坏，故常用此法制作绿色多汁植物的浸渍标本。

皂化反应式如下：

COOCH3COOK

C32H30ONMg+2KOHC32H30ON4Mg

皂化叶绿素

COOC20H39COOK

+CH3OH+C20H39OH

甲醇叶绿醇

【仪器与用具】

20ml刻度试管；10ml小试管；试管架；分光镜；石棉网；药匙；烧杯（100ml）；酒精灯；玻棒；铁三角架；刻度吸量管2ml、5ml各1支；火柴。

【试剂】

95%乙醇；苯；醋酸铜粉末；5%的稀盐酸；

醋酸-醋酸铜溶液：

6g醋酸酮溶于100ml50%的醋酸中，再加蒸馏水4倍稀释而成；

KOH-甲醇溶液：

20gKOH溶于100ml甲醇中，过滤后盛于塞有橡皮塞的试剂瓶中。

【方法】

用本实验第一项中提取的叶绿体色素乙醇溶液和水研磨匀浆，进行以下实验。

1．光对叶绿素的破坏作用

（1）取4支小试管，其中两支各加入5ml用水研磨的叶片匀浆，另外两支各加入2.5ml叶绿体色素乙醇提取液，并用95%乙醇稀释1倍。

（2）取1支装有叶绿素乙醇提取液的试管和1支装有水研磨叶片均浆的试管，放在直射光下，另外两支放到暗处，40min后对比观察颜色有何变化，解释其原因。

2．荧光现象的观察取1支20ml刻度试管加入5ml浓的叶绿体色素乙醇提取液，在直射光下观察溶液的透射光与反射光颜色有何不同？

解释原因。

3．皂化作用（绿色素与黄色素的分离）

（1）在做过荧光现象观察的叶绿体色素乙醇提取液试管中加入1.5ml20%KOH-甲醇溶液，充分摇匀。

（2）片刻后，加入5ml苯，摇匀，再沿试管壁慢慢加入1～1.5ml蒸馏水，轻轻混匀（勿激烈摇荡），于试管架上静置分层。

若溶液不分层，则用滴管吸取蒸馏水，沿管壁滴加，边滴加边摇动，直到溶液开始分层时，静置。

可以看到溶液逐渐分为两层，下层是稀的乙醇溶液，其中溶有皂化的叶绿素a和b（以及少量的叶黄素）；上层是苯溶液，其中溶有黄色的胡萝卜素和叶黄素。

4．吸收光谱的观察将上述已分层的试管溶液，用分光镜观察两类色素的吸收光谱，首先让下层绿色素部分对准进光孔，看光谱有何变化；然后再将上层黄色素溶液对准进光孔，看光谱又有何变化。

把观察的结果用简单的图表示出来。

5．H+和Cu++对叶绿素分子中Mg++的取代作用

方法一：

（1）取两支试管，第一支试管加叶绿体色素提取液2ml，作为对照。

第二支试管中加叶绿体色素提取液5ml，再加入5%HCl数滴，摇匀，观察溶液颜色变化。

（2）当溶液变褐后，再加入少量醋酸铜粉末，微微加热，观察记载溶液颜色变化情况，并与对照试管相比较。

解释其颜色变化原因。

方法二：

另取醋酸－醋酸铜溶液20ml，以烧杯盛之。

取新鲜植物叶片两片，放入烧杯中，用酒精灯慢慢加热，随时观察并记录叶片颜色的变化，直至颜色不再变化为止。

解释原因。

【注意事项】

1．在低温下发生皂化反应的叶绿体色素溶液，易乳化而出现白絮状物，溶液浑浊，且不分层。

可激烈摇匀，放在30～40℃的水浴中加热，溶液很快分层，絮状物消失，溶液变得清澈透明。

2．分离色素用的圆形滤纸，在中心打的小圆孔，周围必须整齐，否则分离的色素不是一个同心圆。

【思考题】

1．用不含水的有机溶剂如无水乙醇、无水丙酮等提取植物材料特别是干材料的叶绿体色素往往效果不佳，原因何在？

2．研磨提取叶绿素时加入CaCO3有什么作用？

3．从叶绿素a、叶绿素b、胡萝卜素和叶黄素的吸收光谱讨论其生理意义。

实验06红外线CO2气体分析仪法测定植物

光合速率与呼吸速率

红外线CO2气体分析仪（IRGA）工作原理：

许多由异原子组成的气体分子对红外线都有特异的吸收带。

CO2的红外吸收带有四处，其吸收峰分别在2.69μm、2.77μm、4.26μm和14.99μm处，其中只有4.26μm的吸收带不与H2O的吸收带重叠，红外仪内设置仅让4.26μm红外光通过的滤光片，当该波长的红外光经过含有CO2的气体时，能量就因CO2的吸收而降低，降低的多少与CO2的浓度有关，并服从朗伯—比尔定律。

分别供给红外仪含与不含CO2的气体，红外仪的检测器便可通过检测红外光能量的变化而输出反映CO2浓度的电讯号。

Ⅰ.密闭系统斜率法

一、原理

把IRGA与光合作用同化室连接成密闭的气路系统。

将植物材料密封在透明的同化室内，给以适当的光照，同化室内CO2浓度将因植物光合而下降，用IRGA配以适当的记录仪可绘出同化室内CO2浓度随光合时间下降的曲线。

在同化室不漏气、光强度稳定、室内空气不断得到搅动的情况下，该曲线将是一条平滑曲线，在曲线的任一点作切线，即可根据切线的斜率，密闭系统的容积和同化室面积求出在该点的CO2浓度下的光合速率。

二、材料、仪器设备及试剂

（一）材料：

植物叶片

（二）仪器设备：

1.密闭气路光合测定装置：

将QGD－07型红外线CO2气体分析仪、XWT－264型自动记录仪、MXQ型气体取样器（图4）、光合作用同化室、温度转换器（测温探

展开阅读全文