动物实验报告.docx

动物实验报告.docx

《动物实验报告.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《动物实验报告.docx（16页珍藏版）》请在冰豆网上搜索。

动物实验报告

实验动物学实验报告

　学院:

　　　　学号:

　　　　　　姓名

　　　　　　时间:

实验一:

小鼠实验

一、实验目得

1、掌握小鼠抓取、固定得基本方法;

２、掌握小鼠得雌雄鉴别方法;

3、掌握小鼠得标记方法;

４、掌握小鼠得基本采血技术;

５、掌握小鼠得常用给药方法;

６、掌握小鼠得解剖方法,熟悉内部脏器得自然位置;

二、实验材料

1、实验动物:

每组两只雌鼠,两只雄鼠;

2、实验器械及试剂:

鼠笼;小鼠固定器与小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛;

三、实验内容及方法

1、小鼠得抓取与固定

　　抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指与食指抓住小鼠得两耳与颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可、这种在手中固定方式,能进行实验动物得灌胃、皮下、肌肉与腹腔注射以及其她实验操作。

2、小鼠得雌雄鉴别

　雄鼠得阴囊明显,雄鼠可见阴道开口与五对乳头。

幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门得距离判定,近者为雌,远者为雄、另外,雌鼠肛门与生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门与生殖器之间长毛。

3、小鼠得标记方法

　１）耳孔法

用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位。

　２）剪趾法

　　适用于出生一周以内新生仔鼠;

3）染色法

用毛笔将苦味酸涂在动物得不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。

４、小鼠得基本采血

　１）剪尾采血

　当所需血量很少时采用本法。

固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在４5℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张。

将鼠尾擦干,再用刀片剪去1—2ｍm,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取,同时自尾根部向尾尖按摩。

取血后,先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口、也可采用切割尾静脉得方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0、2~0、3ｍl血,切割后用棉球压迫止血、这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长得间隔时间连续取血,进行血常规检查。

　2）眼眶后静脉丛取血

　当需中等量得血液,而又需避免动物死亡时采用此法。

用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血）,右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。

刺入深度小鼠2～３mｍ、当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压得关系,血液即流人玻璃管中。

得到所需得血量后,拨出毛细管。

若手法恰当,小鼠约可采血0。

2~0。

3ml、

　3）心脏取血

　动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位得被毛,用碘酒酒精消毒皮肤。

在左侧第３~4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4～5号针头得注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动得力量自动进人注射器。

此法要求实验者掌握以下要点:

要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺;要缓慢而稳定得抽吸,否则,太多得真空反而使心脏塌陷。

若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液。

5、小鼠得常用给药方法

1）经口给药:

小鼠灌胃

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。

若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。

一般当灌胃针插入小鼠3～4cｍ,常用得灌胃量小鼠为0、２~1ml;

2）皮下注射给药

皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。

操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下、拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。

3）肌肉注射给药

小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。

当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中得药物时,采用肌肉注射、操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠得1条后肢,右手拿注射器、将注射器与半腱肌呈９0°角迅速插入1/４,注入药液、用药量不超过０.1ml/10g体重。

4）腹腔注射给药

左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线得两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nｍ左右,接着使　注射针头与皮肤呈４5°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。

固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液与尿液后即可注射药液。

５）尾静脉注射给药

鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根、操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用4５~5０℃得温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指与小指夹住尾巴得末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行（小于３0℃）,从尾下四分之一处（约距尾尖2－３厘米）处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。

动进入注射器。

6、小鼠得解剖

将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。

用酒精棉球将小鼠腹部得皮肤消毒。

 用手术剪沿腹中线将小鼠得腹部与胸部得皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔与胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔与胸腔得各内脏器官。

　内部脏器观察

1）肺:

分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。

2）心脏:

呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间。

３）肝:

附于隔上,呈暗褐色,分５叶。

4）胃:

分贲门、幽门、胃底及胃体、

5）肠:

分小肠与大肠。

小肠包括回肠、空肠与十二指肠。

６）脾:

脾斜卧在胃得左侧,呈暗红色,长条扁平状。

7）胰:

在十二指肠附近,呈粉红色。

８）肾:

右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。

9）卵巢与子宫:

卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方。

小鼠为双角子宫,为Ｙ字形、

10）睾丸:

小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。

实验二:

大鼠实验

一、实验目得

1、掌握大鼠抓取、固定得基本方法;

2、掌握大鼠得雌雄鉴别方法;

3、掌握大鼠得标记方法;

４、掌握大鼠得基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）;

5、掌握大鼠得常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）;

６、掌握大鼠得解剖方法,熟悉内部脏器得自然位置;

二、实验材料

1、实验动物:

每组ＳD大鼠2只（1雌1雄）;

２、实验器械及试剂:

鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、１ml注射器、5mｌ注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、1０%水合氯醛、生理盐水;

三、实验内容及步骤

1.抓取与固定

　　右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部、轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指与食指抓住两耳后与劲部大部分皮肤。

其余手指及掌心夹住背部与尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定。

注意不要用力过大使大鼠窒息死亡、

2.性别鉴定

成年雄鼠得睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口与乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门得距离判定,雄性:

距离长,毛发密（与其她部位一样）,雌性:

距离短,毛发稀疏。

3.给药

1）灌胃:

将注射器装入药物溶液,装上灌胃针。

抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道。

若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管、一般当灌胃针插入大鼠４～5ｃm,常用得灌胃量大鼠为０、5~1ml;（若药物灌入肺中,大鼠死亡）。

2）腹腔注射:

左手固定大鼠后,右手持针,4５度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感、针头刺入皮肤后进针３nｍ左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间得倾斜角度,继续进针、固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液与尿液后即可注射药液。

3）尾静脉注射:

鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根、操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃得温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指与小指夹住尾巴得末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行（小于３０℃）,从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。

注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血、如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。

（切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象）。

4）皮下注射:

将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指与食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液。

注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入得药物可被吸收。

5）皮内注射:

小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指与食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住得皮肤,注射药液。

若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白得皮丘即为注射成功。

为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔。

4.麻醉:

抓取固定大鼠后,通过腹腔注射得方式（按10%水合氯醛2mｌ/ｋg得用量）将适量得麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应。

若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。

若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡、

5.釆血

1）尾静脉采血

先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用4５～５0℃得温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指与小指夹住尾巴得末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行（小于３0℃）,从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0、1ｍｌ。

2）心脏釆血:

将麻醉后得小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏得位置（为搏动为剧烈处）。

右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以３0度角向前刺入2。

5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动得力量进入注射器内。

此时固定针管及心脏得位置,继续采血、采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头得位置。

（每次采血量可达２～３mｌ）。

３）腹主动脉采血:

将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱）,右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25～30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血。

一般体重200~300g大鼠可采集血液8～10mｌ,采样过程迅速、

6.大鼠解剖;

将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上,仰位放置,充分暴露颈部、胸部与腹部。

用酒精棉球将小鼠腹部得皮肤消毒。

 用手术剪沿腹中线将小鼠得腹部与胸部得皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔与胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔与胸腔得各内脏器官。

内部脏器观察:

1）肺:

分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。

2）心脏:

呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间。

（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）。

3）肝:

紧邻隔下,呈暗褐色,分7叶,无胆囊。

4）胃:

分贲门、幽门、胃底及胃体。

5）肠:

分小肠与大肠。

小肠包括回肠、空肠与十二指肠、

6）脾:

脾斜卧在胃得左侧,呈深红色,长条扁平状、

７）胰:

在十二指肠附近,不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同。

8）肾:

为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺（米粒大小）,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。

９）卵巢与子宫:

在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起得腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外。

10）睾丸:

小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。

11）颌下腺:

打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。

实验三:

豚鼠、家兔得基本实验操作

一、实验目得

通过实际操作,掌握豚鼠与家兔得一般操作方法,包括豚鼠得抓取与固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖;家兔得抓取与固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖,了解豚鼠与家兔得各脏器解剖学位置。

二、实验材料

1、实验动物:

豚鼠1只（雌性）、家兔1只（雄性）

2、实验器械及试剂:

鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10％水合氯醛、生理盐水、手术剪、

三、实验步骤

1、豚鼠得抓取与固定

豚鼠得抓取与固定:

左手拇指与食指抓住豚鼠两耳后与颈部大部分皮肤。

其余手指及掌心夹住背部与尾部,豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功,注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。

2、豚鼠性别鉴定

将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上,用手按压豚鼠得会阴部,观察就是否有阴茎出现即可判断雌雄。

雄性豚鼠可观察到阴茎,雌性豚鼠可观察到会阴部。

3、豚鼠麻醉

　左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上,右手持针,于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。

针头刺入皮肤后进针３nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间得倾斜角度,继续进针、固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液与尿液后即可注射麻醉剂（按10％水合氯醛4ml/kｇ得用量,豚鼠体重260g,故需注射1、１ml10％水合氯醛）。

将适量得麻醉剂注射入豚鼠体内,等待几分钟后观察豚鼠反应。

若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功、若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡。

4、豚鼠心脏釆血

将麻醉后得豚鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定豚鼠心脏得位置（为搏动为剧烈处,通常在胸骨左缘）。

右手持注射器,左手在左侧固定心脏,在三四肋间进针以30度角向左上刺入2、5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动得力量进入注射器内、此时固定针管及心脏得位置,继续采血。

采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头得位置。

（每次采血量可达4~5mｌ）。

５、豚鼠解剖

将通过心脏采血处死后得豚鼠放至在鼠板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部与腹部、用酒精棉球将豚鼠腹部得皮肤消毒。

 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部与胸部得皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔与胸腔剪开,仔细观察豚鼠腹腔与胸腔得各内脏器官。

内部脏器观察:

1）肺:

共七叶,右肺四叶,左肺三叶;

　　　2）心脏:

呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间。

（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）;

　　　　　３）肝:

紧邻隔下,呈暗红色,分四个主叶与四个小叶,可见一光亮得胆囊附着于肝下;

　4）胃:

分两部,贲门部与幽门部,胃容量约20—３0g;

　　　　5）肠:

分小肠与大肠。

小肠包括回肠、空肠与十二指肠,大肠包括结肠、盲肠与直肠。

盲肠特别发达,占腹腔容积得１／３,占体重得15%;

　　　　　６）脾:

脾斜卧在胃得左侧,呈深红色,长条扁平状;

　　　７）胰:

一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,不规则状且呈粉红色;

　8）肾:

为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高　,肾脏前方有肾上腺（米粒大小）,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;

　　　　　9）卵巢与子宫:

在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起得腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V"字形,经阴道开口于体外。

６、家兔得抓取与固定

　　自笼内取出时,用手抓住家兔颈部被毛与皮肤,另一手托住其臀部,将其中心承托在掌上。

切忌强提兔耳或某一肢体。

用兔盒将家兔得头部及四肢固定,使其头部无法向后缩即为固定成功。

7、家兔得性别鉴定

　家兔得性别鉴定类似于豚鼠得性别鉴定。

将家兔抓取后使其腹面朝上,用手按压家兔得会阴部,观察就是否有阴茎出现即可判断雌雄。

雄性家兔可观察到阴茎,雌性家兔可观察到会阴部。

８、家兔耳缘静脉采血

　用兔盒固定家兔后,先拔去耳缘静脉注射部位得被毛,用手指轻弹兔耳使静脉充盈。

或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后,左手食指与中指夹住静脉得近心端,阻止静脉回流,用拇指与无名指固定耳缘静脉远心端,右手持5ml注射器从远端刺入,然后移动左手拇指固定针头,回抽注射器,若有血液进去注射器即为采血成功,继续缓慢采血。

一次最多可采5ml。

9、家兔灌胃给药

兔灌胃系用导尿管配以一根粗得棉绳,用棉绳固定家兔开口,将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。

插入约导尿管得２／3得位置。

回抽针管,观察到无气体进去针管后注射药物。

灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳。

10、家兔麻醉

以耳缘静脉采血得方式在耳缘静脉处进针,回抽针管后若有回血,则可将适量麻醉剂（按10％水合氯醛4ml／kg得用量）、将适量得麻醉剂注射入家兔体内,等待几分钟后观察家兔反应。

若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功、

11、家兔处死（空气栓塞法）

以耳缘静脉采血得方式在耳缘静脉处进针,向耳缘静脉中注入一定量得空气（5ｍl即可）,使之发生空气栓塞而致死。

观察到注入空气得家兔挣扎了两下后瞳孔扩散。

12、家兔解剖

将通过空气栓塞法处死后得家兔放至在兔板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部与腹部、用水将家兔得胸腹部得被毛充分润湿。

 用手术剪沿腹中线将家兔腹部与胸部得皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔与胸腔打开,仔细观察家兔腹腔与胸腔得各内脏器官。

内部脏器观察:

1）肺:

共七叶,右肺四叶,左肺三叶。

胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部,互不相通。

２）心脏:

呈圆锥状,位于近胸骨端,由左心房、左心室、右心房、右心室组成。

３）肝:

紧邻隔下,呈暗红色,可见一墨绿色得胆囊附着于肝下、

4）胃:

分两部,贲门部与幽门部。

5）肠:

分小肠与大肠,其总长度为体长得10倍。

盲肠非常大,长约0。

5米。

在回肠与盲肠相接处膨大呈一个后壁,呈圆形,为圆小囊。

6）脾:

脾斜卧在胃得左侧,呈深红色,长条扁平状。

７）胰:

一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,为分布零散而不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同、

8）肾:

为扁豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺（米粒大小）,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。

９）雄兔睾丸下降到阴囊,两侧阴囊为乳白色。

实验四:

孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢与睾丸切除手术技巧操作

一、实验目得

1、小鼠得睾丸及卵巢切除就是目前实验动物手术操作中最基础得技巧,要求初步掌握手术操作得基本流程、术中得细节及了解术后护理;

2、掌握尾尾直皮得操作方法;

３、通过实际操作,了解通过剖腹取胎术得到幼鼠得基本原理、操作与用途;

二、实验材料

1、实验动物:

试验用孕鼠、清洁级小鼠（雌雄各一只）;

2、实验器械与试剂:

鼠笼、鼠板、5ｍｌ注射器、眼科剪、弯头镊、１0%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球;

三、实验内容

１、小鼠得睾丸切除手术

小鼠常规麻醉,采用俯仰卧位,置于固定台上、尿道口上5ｍｍ处脱毛,常规消毒。

在腹白线左或右２—3mｍ处平行于腹白线开一个5-8ｍm手术口直达腹腔。

进入腹腔可见包裹在睾丸周围得脂肪组织。

将脂肪组织拉至腹腔,分离附睾并结扎相关血管,即可切除睾丸。

将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤。

2、小鼠卵巢切除手术

小鼠卵巢切除术多采用背部切口。

小鼠常规麻醉,采用俯卧或侧卧位,置于固定台上,以肋下0。

5cm,脊柱处1cｍ为中心剪除或拔出长毛,常规消毒,切口约0.5ｃｍ,切开皮肤,一边扩张一边钝性分离,用眼科镊夹住创口瞧到得肌层,在离脊柱肋下剪开腰肌,长约0。

5切口,立即可见两侧包绕卵巢得脂肪组织及紧密相连得子宫角,用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口,在子宫角上部及下部得输卵管得部位做两个结扎,结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角,将卵巢摘除,检查有无出血,把脂肪组织推回腹腔内,将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤。

背部切口创伤小,直观,视野清楚,易操作,不需牵拉其它脏器,手术时间短、

３、近交系小鼠皮肤移植实验　

　尾尾植皮法就是在一组近郊系内,将小鼠尾部得皮肤轮换移植到另外一个小鼠得尾部。

此方法一个可以同时做几只,省时间、而且有自体移植,可以用于鉴别植皮得脱落就是排斥反应,还就是手术失败造成得。

麻醉动物,用75%得酒精棉球,消毒动物得尾部以及手术者得双手,随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根,拇指与无名指夹紧鼠尾得尖部。

右手用手术刀在尾皮上割一块长约0。

7５cm长得尾皮,刀口深度应露出白色得健,但又不割坏血管、这样即提供了一块供体植皮,又得到一处受体植床。

取下皮片后,将皮片手术刀从右手方向转到左手方向,这样皮片也就旋转了180度,使皮片上得毛与尾部得毛长向相反,然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体得尾部植床上,用滤纸轻轻地来回按几下皮片,使其尽可能紧贴在上面,本次实验由于时间限制,不进行结果观察。

4、孕鼠剖腹取胎实验

１）以颈椎脱臼法将孕鼠处死后,取仰卧位固定小鼠于动物固定板上,暴露腹部手术部位进行酒精消毒;（注意处死动作要快,勿用力按压腹部,防止胎儿受损、）

2）用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌与腹膜,暴露子宫,用止血钳分别夹住子宫颈部与两侧卵巢韧带,剪断后取出子宫、取下子宫用盐水冲洗下,剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出。

3）用棉球擦拭幼鼠,轻轻按摩腹腔与腹部促使新生鼠开始呼吸,待新生鼠呼吸,血循环正常后,以止血钳扎断脐带。

4）本组孕鼠经剖腹产手术得到1８只小鼠。

新生小鼠体表无毛,皮肤红润,眼闭,胸前有一个深红色胎盘附于其上,体表略湿、

实验五大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验

一、实验目得

　通过实际操作,掌握大鼠阴道涂片得制作方法及性周期得观察;强化实验动物疾病模型得基本概念,掌握诱发性急性肺水肿动物模型得建立方法,观察肺脏得病理变化;通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种得流程及操作技巧,金黄地鼠得颊囊及比格犬得年龄判断、前肢背桡外侧静脉与后肢侧皮下小静脉得采血操作。

二、实验材料

1、实验动物:

SD大鼠,裸鼠,金黄地鼠,比格犬;

2。

实验材料:

毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、846合剂、手术剪、手术镊、２ml注射器、5ml注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡皮绑带、显微镜、

三、实验内容

1。

大鼠阴道涂片及性周期观察

2、大鼠急性肺水肿模型得建立

3、裸鼠肿瘤接种得试教实验

4.比格犬年龄判断

5。

比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血

６.　金黄地鼠颊囊得观察

四、实验方法与步骤

１、大鼠阴道涂片及性周期观察

哺乳类动物在性成熟后出现动情周期变化,其中啮齿类动物在动情周期不同阶段引导粘膜发生比较典型得变化。

因此可将阴道分泌物涂片染色,根据图片得细胞学改变来鉴别性周期得不同阶段。

左手抓住大鼠,食指与中指卡紧大鼠颈部,无名指与小拇指握住胸部,小指压住腹部,右手拉住尾巴稍用力向后拉,以充分暴露雌鼠阴道。

用滴管吸生理盐水１-２滴,然后插入大鼠阴道深部反复冲洗,吸出洗液滴一滴涂于载玻片上,用酒精将片子烘干,吸阴道分泌物时,要反复冲洗4-5次,确保吸到阴道分泌物。

用吉姆萨染液染色2０mｉn,水洗,在显微镜下观察