免疫组化技术的原理分类和优点.docx

免疫组化技术的原理分类和优点.docx

《免疫组化技术的原理分类和优点.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《免疫组化技术的原理分类和优点.docx（12页珍藏版）》请在冰豆网上搜索。

免疫组化技术的原理分类和优点

免疫组化技术的原理、分类和优点

点击次数：

3565 发表于：

2008-06-1511:

58　转载请注明来自丁香园

来源：

互联网

一、免疫组化技术的基本原理

应用免疫学及组织化学原理，对组织切片或细胞标本中的某些化学成分进行原位的定性、定位或定量研究，这种技术称为免疫组织化学技术或免疫细胞化学技术。

众所周知，抗体与抗原之间的结合具有高度的特异性。

免疫组化正是利用这一特性，即先将组织或细胞中的某些化学物质提取出来，以其作为抗原或半抗原去免疫小鼠等实验动物，制备特异性抗体，再用这种抗体（第一抗体）作为抗原去免疫动物制备第二抗体，并用某种酶（常用辣根过氧化物酶）或生物素等处理后再与前述抗原成分结合，将抗原放大，由于抗体与抗原结合后形成的免疫复合物是无色的，因此，还必须借助于组织化学方法将抗原抗体反应部位显示出来（常用显色剂DAB显示为棕黄色颗粒）。

通过抗原抗体反应及呈色反应，显示细胞或组织中的化学成分，在显微镜下可清晰看见细胞内发生的抗原抗体反应产物，从而能够在细胞或组织原位确定某些化学成分的分布、含量。

组织或细胞中凡是能作抗原或半抗原的物质，如蛋白质、多肽、氨基酸、多糖、磷脂、受体、酶、激素、核酸及病原体等都可用相应的特异性抗体进行检测。

二、免疫组织化学染色方法

1、按标记物质的种类，如荧光染料、放射性同位素、酶（主要有辣根过氧化物酶和碱性磷酸酶）、铁蛋白、胶体金等，可分为免疫荧光法、放射免疫法、酶标法和免疫金银法等。

2、按染色步骤可分为直接法（又称一步法）和间接法（二步、三步或多步法）；与直接法相比，间接法的灵敏度提高了许多。

3、按结合方式可分为抗原—抗体结合，如过氧化物酶-抗过氧化物酶（PAP）法和亲和连接，如卵白素-生物素-过氧化物酶复合物（ABC）法、链霉菌抗生物素蛋白-过氧化物酶连结（SP）法等，其中SP法是最常用的方法。

三、几种常用免疫组织化学方法的原理

1、免疫荧光方法

是最早建立的免疫组织化学技术。

它利用抗原抗体特异性结合的原理，先将已知抗体标上荧光素，以此作为探针检查细胞或组织内的相应抗原，在荧光显微镜下观察。

当抗原抗体复合物中的荧光素受激发光的照射后即会发出一定波长的荧光，从而可确定组织中某种抗原的定位，进而还可进行定量分析。

由于免疫荧光技术特异性强、灵敏度高、快速简便，所以在临床病理诊断、检验中应用比较广。

2、免疫酶标方法

免疫酶标方法是继免疫荧光后，于60年代发展起来的技术。

基本原理是先以酶标记的抗体与组织或细胞作用，然后加入酶的底物，生成有色的不溶性产物或具有一定电子密度的颗粒，通过光镜或电镜，对细胞表面和细胞内的各种抗原成分进行定位研究。

免疫酶标技术是目前最常用的技术。

本方法与免疫荧光技术相比的主要优点是：

定位准确，对比度好，染色标本可长期保存，适合于光、电镜研究等。

免疫酶标方法的发展非常迅速，已经衍生出了多种标记方法，且随着方法的不断改进和创新，其特异性和灵敏度都在不断提高，使用也越来越方便。

目前在病理诊断中广为使用的当属PAP法、ABC法、SP法等。

3、免疫胶体金技术

免疫胶体金技术是以胶体金这样一种特殊的金属颗粒作为标记物。

胶体金是指金的水溶胶，它能迅速而稳定地吸附蛋白，对蛋白的生物学活性则没有明显的影响。

因此，用胶体金标记一抗、二抗或其他能特异性结合免疫球蛋白的分子（如葡萄球菌A蛋白）等作为探针，就能对组织或细胞内的抗原进行定性、定位，甚至定量研究。

由于胶体金有不同大小的颗粒，且胶体金的电子密度高，所以免疫胶体金技术特别适合于免疫电镜的单标记或多标记定位研究。

由于胶体金本身呈淡至深红色，因此也适合进行光镜观察。

如应用银加强的免疫金银法则更便于光镜观察。

四、免疫组化技术的优点

1、特异性强 免疫学的基本原理决定了抗原与抗体之间的结合具有高度特异性，因此，免疫组化从理论上讲也是组织细胞中抗原的特定显示，如角蛋白（keratin）显示上皮成分，LCA显示淋巴细胞成分。

只有当组织细胞中存在交叉抗原时才会出现交叉反应。

2、敏感性高 在应用免疫组化的起始阶段，由于技术上的限制，只有直接法、间接法等敏感性不高的技术，那时的抗体只能稀释几倍、几十倍；现在由于ABC法或SP法的出现，使抗体稀释上千倍、上万倍甚至上亿倍仍可在组织细胞中与抗原结合，这样高敏感性的抗体抗原反应，使免疫组化方法越来越方便地应用于常规病理诊断工作。

3、定位准确、形态与功能相结合 该技术通过抗原抗体反应及呈色反应，可在组织和细胞中进行抗原的准确定位，因而可同时对不同抗原在同一组织或细胞中进行定位观察，这样就可以进行形态与功能相结合的研究，对病理学研究的深入是十分有意义的。

免疫组化技术的关键问题汇总

（1）

点击次数：

2786 发表于：

2008-06-2315:

02　转载请注明来自丁香园

来源：

互联网

一、组织处理

恰当的组织处理是做好免疫组化染色的先决条件，也是决定染色成败的内部因素，在组织细胞材料准备的过程中，不仅要求保持组织细胞形态完整，更要保持组织细胞的抗原性不受损或弥漫，防止组织自溶。

如果出现自溶坏死的组织，抗原已经丢失，即使用很灵敏的检测抗体和高超的技术，也很难检出所需的抗原，反而往往由于组织的坏死或制片时的刀痕挤压，在上述区域易出现假阳性结果。

1、组织及时取材和固定 组织标本及时的取材和固定是做好免疫组化染色的关键第一步，是有效防止组织自溶坏死，抗原丢失的开始，离体组织应尽快的进行取材，最好2h内，取材时所用的刀应锐利，要一刀下去切开组织，不可反复切拉组织，造成组织的挤压，组织块大小要适中，一般在××，切记取材时组织块宁可面积大，千万不能厚的原则，（也就是说组织块的面积可以大到3cm×5cm，但组织块的厚度千万不能超过，否则将不利于组织的均匀固定）。

固定液快速渗透到组织内部使组织蛋白能在一定时间内迅速凝固。

从而完好的保存抗原和组织细胞形态。

对于固定液的选择，原则上讲，应根据抗原的耐受性来选择相应的固定液，但除非是专项科研项目，在病理常规工作很难做到这一点，因为病理的诊断和鉴别诊断都是在常规HE病理诊断的基础上决定是否进行免疫组化的染色，而HE染色的常规组织处理是采用10%的中性缓冲福尔马林或4%缓冲多聚甲醛4倍于组织体积进行组织固定，利用其渗透性强，对组织的作用均匀进行固定，但组织固定时间最好在l2h内，一般固定时间不应超过24h。

随着固定时间的延长对组织抗原的检出强度将逐渐降低。

2、组织脱水、透明、浸蜡 组织经固定后进行脱水、透明、浸蜡和包埋。

掌握的原则是脱水透明要充分但不能过，浸蜡时间要够，温度不能高，否则造成组织的硬脆使组织切片困难，即使能切片，由于组织的硬脆，也使切片不能完好平整，染色过程中极易脱片，对免疫组化染色抗原的定位及背景都不利，所以无水酒精脱水和二甲苯透明的时间不宜过长，正常大小的组织无水酒精脱水lh×3次，二甲苯透明lh×2次即可，浸蜡及包埋石蜡温度不要超过65℃。

二、切片

组织得到很好处理后在进行切片之前还应对玻璃片进行处理，由于我们检测抗原是多种多样的，因染色操作程序复杂，时间较长，有些抗原是要进行各种抗原修复处理，如微波、高压、水溶酶等，玻片如果得不到很好的处理，将易造成脱片，为保证免疫组化实验的正常进行，要求在贴片前对载玻片作适当处理，必须在清洗干净的玻片上进行粘合剂的处理以防脱片。

1、Poly-L-Lysine（多聚左旋赖氨酸）   一般采用分子量30000左右的%多聚赖氨酸最好，也可用试剂公司出售的其浓溶液以1：

10去离子水稀释。

方法是将玻片浸泡其中，倾尽余液，在60℃温箱中烤干备用，此方法的优点是可以用于多种组织化学、免疫组化及分子学检测中的应用，粘贴效果最好，但价格稍贵。

2、明胶硫酸铬钾法 将明胶加热溶于500ml蒸馏水中，完全溶解冷却后加入硫酸铬钾搅匀充分溶解即可使用。

方法是将玻片浸泡其中2min，取出控尽液体入温箱中烤干备用。

此法价格便宜、方法简单，任何实验都可以使用，特别适用于大批量的使用，但应注意，如果液体变蓝或粘稠状停用。

3、APES（3-氨丙基-乙氧基甲硅烷）   此法必须现用现配。

将洗净玻片入1:

50丙酮稀释的APES中，浸泡20s，取出稍停再入丙酮或蒸馏水中刷去末结合的APES晾干即可。

用此方法粘合的玻片应垂直烤片不能平拷，否则组织片中易出现气泡。

切片必须保持切片刀锐利，切片要薄而平整、无皱摺、无刀痕，如有上述问题的切片在进行免疫组化染色都将出现假阳性现象，切片厚度一般为3~4μm，切好的切片在60℃温箱中过夜，注意烤片的温度不宜过高，否则易使组织细胞结构破坏，而产生抗原标记定位弥漫现象。

6、显色  免疫组化染色的显色是最后的关键问题，一般辣根过氧化物酶（HRP）的检测系统选用DAB或AEC显色系统进行显色。

但要得到最佳的显色效果，必须在镜下严格控制，以检出物达到最强显色而背景无色为最终点，尤其DAB显色时间短着色浅，时间长背景又深，都将影响结果判断，根据经验DAB在配制完后最长宜放置30min以内，过时不能使用，DAB加到组织切片时作用时间最长不宜超过10min（最好在5min内），否则不管有无阳性都应终止反应。

对一些含有内源性酶较高的组织用DAB显色时极易出现背景色更应尽早在镜下控制，以达到最佳的分辨效果（棕色）。

AEC显色系统（红色）的弊端是易溶于有机溶剂，所以封片时应以水性封片剂为主，同时染色的切片也不能久存。

如果是碱性磷酸酶（AP）最好选用NBT/BCIP作为显色系统（结果染为蓝黑色）。

7、结果判断 

一是对以检测结果阳性细胞指数来定性（如核抗原的标记），判断方法是以一个视野中的阳性细胞数与总细胞的百分比，再取10个相同视野算取平均指数；另一种方法以染色阳性强度和阳性检出率相结合而定，一般阳性细胞数在0~25为阴性，25~50为十，50~75为十十，75以上为十十十。

此种判定方法容易出现人为误差现象。

有条件的实验室最好能用图像分析系统进行结果检测定量分析更为准确。

一切的判定方法都是力求使免疫组化染色结果判断更标准，但各单位采取的标准不尽相同，所以判断标准化问题还有待长期实践中病理学术界商讨判定标准。

IHC中常见的抗原表达模式有以下几种：

（1）细胞浆内弥漫性分布，多数胞浆型抗体的反应如此，如细胞角蛋白（cytokeratin，CK）和波形蛋白（vimentin）等；

（2）细胞核周的胞浆内分布，其判别要点是细胞核的轮廓被勾画得很清楚，如CD3多克隆抗体的染色；

（3）胞浆内局限性点状阳性，如CDl5抗体的染色；

（4）细胞膜线性阳性，大多数淋巴细胞标记的染色如此，如CD20、CD45RO；

（5）细胞核阳性，如Ki-67及雌、孕激素受体蛋白ER、PR等。

一种抗体可同时出现细胞浆和细胞膜的阳性表达，如EMA可呈膜性和胞浆内弥漫性阳性反应；CD30抗体可同时呈膜性和胞浆内点状阳性反应等。

影响免疫组化染色质量的因素有很多，在实验中应注意组织的取材和固定，选择质量好的商品化抗体，恰当地选择和使用封闭和抗原修复手段，严格的技术操作和对照等。

假阴性反应可发生在：

①组织内待测抗原已被分解破坏，或抗原含量过低；②抗原被遮盖，多由于醛类固定剂的使用，使组织中的大分子蛋白借醛键形成交联而遮盖待检抗原；③抗体质量不佳或稀释度不当；④技术操作失误等。

假阳性反应可发生在：

①抗体与非待检抗原发生交叉反应，在使用多克隆抗体时易出现；②组织对抗体的非特异性吸附，特别是在有大片组织坏死或组织中有较多富于蛋白的液体时容易发生；③内源性过氧化酶的作用，在脾脏、骨髓及一些炎性病变组织的染色中易出现；内源性碱性磷酸酶的作用，特别是肠黏膜上皮和肾近曲小管的刷状缘有高浓度的碱性磷酸酶，若处理不彻底，易出现假阳性结果；④判断失误，将肿瘤组织中残留的正常组织的免疫组织化学阳性信号误认为是肿瘤的染色反应；⑤当肿瘤浸润破坏正常组织时，使被破坏的正常细胞胞浆内的可溶性蛋白释放，后者被肿瘤细胞非特异吸附或吞噬，使瘤细胞出现该种抗原的阳性反应；⑥外源性和内源性色素的干扰。

8、对照片的设置  免疫组化的质量取决于正确使用各种对照，没有对照的免疫组化结果是毫无意义的。

对照包括阴性对照、阳性对照和自身对照。

在实践中可用染色组织切片中不含抗原的组织作为阴性对照，而用含抗原的正常组织作阳性对照，这种自我对照具有节约的意义。

观察染色结果时，先观察对照组织的结果，如阳性对照组织中阳性细胞呈强阳性，阴性对照细胞呈阴性，内源酶阴性，背景无非特异性染色时，表明本次实验的全部试剂和全过程技术操作准确无误，待检组织中的阳性细胞也就是可信的正确结果。

免疫组化染色中对照片的设置非常重要，它是判断您的染色是否成功的关键依据，而且也是检测每一个抗体的质量标准，常设的对照如下，一般实验最常用的只选第二种方法。

（1）空白对照（阴性对照）：

第一抗体由PBS或非免疫血清取代。

（2）阳性对照：

用已知含有要检测抗原的切片作阳性对照。

（3）回收实验阴性对照：

已知抗原与相应的第一抗体混合，发生结合沉淀，再用此沉淀抗体复合物进行免疫组化实验，结果为阴性。

（4）替代对照：

用于第一抗体同种动物的血清或无关抗体代替第一抗体结果为阴性。

（5）自身对照：

在同一切片上，应将不同组织成分中的阳性或阴性结果与检测的目的物对照比较。

如actin、CD34在正常组织中的血管壁肌层应为阳性，vimentin可以间质细胞，对照desmin以血管壁及肌束为对照，S-l00蛋白以小神经末梢为对照等，如果应为阳性的组织是阳性，则免疫组化技术正确，如为阴性，则表明染色技术有问题或免疫试剂质量有问题。

一、组织处理

恰当的组织处理是做好免疫组化染色的先决条件，也是决定染色成败的内部因素，在组织细胞材料准备的过程中，不仅要求保持组织细胞形态完整，更要保持组织细胞的抗原性不受损或弥漫，防止组织自溶。

如果出现自溶坏死的组织，抗原已经丢失，即使用很灵敏的检测抗体和高超的技术，也很难检出所需的抗原，反而往往由于组织的坏死或制片时的刀痕挤压，在上述区域易出现假阳性结果。

1、组织及时取材和固定 组织标本及时的取材和固定是做好免疫组化染色的关键第一步，是有效防止组织自溶坏死，抗原丢失的开始，离体组织应尽快的进行取材，最好2h内，取材时所用的刀应锐利，要一刀下去切开组织，不可反复切拉组织，造成组织的挤压，组织块大小要适中，一般在cm×cm×cm，切记取材时组织块宁可面积大，千万不能厚的原则，（也就是说组织块的面积可以大到3cm×5cm，但组织块的厚度千万不能超过cm，否则将不利于组织的均匀固定）。

固定液快速渗透到组织内部使组织蛋白能在一定时间内迅速凝固。

从而完好的保存抗原和组织细胞形态。

对于固定液的选择，原则上讲，应根据抗原的耐受性来选择相应的固定液，但除非是专项科研项目，在病理常规工作很难做到这一点，因为病理的诊断和鉴别诊断都是在常规HE病理诊断的基础上决定是否进行免疫组化的染色，而HE染色的常规组织处理是采用10%的中性缓冲福尔马林或4%缓冲多聚甲醛4倍于组织体积进行组织固定，利用其渗透性强，对组织的作用均匀进行固定，但组织固定时间最好在l2h内，一般固定时间不应超过24h。

随着固定时间的延长对组织抗原的检出强度将逐渐降低。

2、组织脱水、透明、浸蜡 组织经固定后进行脱水、透明、浸蜡和包埋。

掌握的原则是脱水透明要充分但不能过，浸蜡时间要够，温度不能高，否则造成组织的硬脆使组织切片困难，即使能切片，由于组织的硬脆，也使切片不能完好平整，染色过程中极易脱片，对免疫组化染色抗原的定位及背景都不利，所以无水酒精脱水和二甲苯透明的时间不宜过长，正常大小的组织无水酒精脱水lh×3次，二甲苯透明lh×2次即可，浸蜡及包埋石蜡温度不要超过65℃。

二、切片

组织得到很好处理后在进行切片之前还应对玻璃片进行处理，由于我们检测抗原是多种多样的，因染色操作程序复杂，时间较长，有些抗原是要进行各种抗原修复处理，如微波、高压、水溶酶等，玻片如果得不到很好的处理，将易造成脱片，为保证免疫组化实验的正常进行，要求在贴片前对载玻片作适当处理，必须在清洗干净的玻片上进行粘合剂的处理以防脱片。

1、Poly-L-Lysine（多聚左旋赖氨酸）   一般采用分子量30000左右的%多聚赖氨酸最好，也可用试剂公司出售的其浓溶液以1：

10去离子水稀释。

方法是将玻片浸泡其中，倾尽余液，在60℃温箱中烤干备用，此方法的优点是可以用于多种组织化学、免疫组化及分子学检测中的应用，粘贴效果最好，但价格稍贵。

2、明胶硫酸铬钾法 将g明胶加热溶于500ml蒸馏水中，完全溶解冷却后加入g硫酸铬钾搅匀充分溶解即可使用。

方法是将玻片浸泡其中2min，取出控尽液体入温箱中烤干备用。

此法价格便宜、方法简单，任何实验都可以使用，特别适用于大批量的使用，但应注意，如果液体变蓝或粘稠状停用。

3、APES（3-氨丙基-乙氧基甲硅烷）   此法必须现用现配。

将洗净玻片入1:

50丙酮稀释的APES中，浸泡20s，取出稍停再入丙酮或蒸馏水中刷去末结合的APES晾干即可。

用此方法粘合的玻片应垂直烤片不能平拷，否则组织片中易出现气泡。

切片必须保持切片刀锐利，切片要薄而平整、无皱摺、无刀痕，如有上述问题的切片在进行免疫组化染色都将出现假阳性现象，切片厚度一般为3~4μm，切好的切片在60℃温箱中过夜，注意烤片的温度不宜过高，否则易使组织细胞结构破坏，而产生抗原标记定位弥漫现象。

4、抗原修复  经甲醛固定的部分组织细胞，可使免疫组化标记敏感性明显降低，这是因为甲醛固定过程中形成醛键或保存的甲醛会形成羧甲基而封闭部分抗原决定簇。

因此，在染色时，有些抗原需先进行修复或暴露。

抗原修复方法可分为化学方法和物理方法。

化学方法是以酶消化方法，常用胰蛋白酶及胃蛋白酶，配制浓度与消化时间要适度。

常用的物理方法有单纯加热、微波处理和高压加热。

在选用这三种加热法时，浸泡切片的缓冲液的离子强度和PH值、加热的温度和时间均影响着抗原修复效果。

目前最常用的修复方法有如下凡种：

（1）胰蛋白酶（Trpsin） 主要用于细胞内抗原的修复。

一般使用浓度为%，37℃作用10min。

配法：

胰蛋白酶加入到%CaCl2（无水）水溶液中溶解后即可。

（2）胃蛋白酶（Pepsin） 主要用于细胞间质或基底膜抗原的修复。

一般浓度为%，37℃作用30min。

配法：

胃蛋白酶溶于LHCl水溶液中。

热引导的抗原决定簇修复（HeatInducedEpitopeRetrieval，HIER）对大多数的抗体有益，尤其是对核抗原的修复作用更加明显，最常用的抗原修复液是的枸橼酸缓冲液和的EDTA缓冲液，它们的作用原理是通过钠离子的螯合而实现的。

抗原修复液的PH值非常重要，有效的抗原修复pH值要比修复液的化学成分更重要，同样的修复液随着PH值的升高染色的强度逐渐增强，但最佳PH值范围为~，对于大多数抗原这个范围的pH值都能进行有效的修复，有些抗体（如Ki-67、ER）则在PH值~和~更为有效。

作为通用修复液碱性pH值的修复液要比酸性的有效，而对固定很长时间旧的存档组织，酸性pH值的修复液则优于碱性的修复液，所以两种抗原修复液可作为相互替补的进行抗原修复。

在进行HIER过程中应防止切片的干燥，加热时必须达到规定的温度，保温时间要足够，对于一些不要抗原修复的抗体最好不要采用HIER处理，否则对染色无益，但有些抗体则需要利用多种修复联合应用。

HIER方法有：

（1）水浴加热法 将脱蜡人水后的切片放人盛有修复的容器中，放人加热煮沸水中，当修复液温度达到95℃左右时计时l5min，自然冷却，PBS洗3min×3次。

（2）微波加热法 将切片放入修复液中微波加热使温度在96℃左右，计时l0min，在微波炉中停留2min，室温自然冷却，PBS洗3min×3次。

（3）高压加热法 将修复液在高压锅中煮沸，切片插在染色架上，放入锅中（要使修复液淹没切片）开始喷气时盖上压力阀。

计时2min，冷水冲至室温取出切片，PBS洗3min×3次。

5、免疫组化试剂的标准化

要求试剂公司提供标准化的试剂，并附详细的试剂说明书，包括抗体的来源、免疫球蛋白的亚类、单抗或多抗、使用稀释度、使用流程和注意事项、洗涤时缓冲液的适宜离子强度和PH值等。

抗体的选择是开展免疫组化最重要环节之一。

目前，抗体大部分来源于国外，抗体种类繁多，生产厂家各异，再经过中介渠道致有效期缩短，影响抗体效价甚至阳性不表达，因此对购入的抗体首先要进行检测。

理想的抗体应具备特异性强、敏感性高和适应性强的特点。

现实市场销售的一抗多为即用型，对抗体的滴度无须摸索，但对于浓缩型一抗，则应摸索出最佳的工作滴度，抗体的浓度过高或过低都将可能出现阴性结果，应该用一个适当的稀释度得到最佳的抗原染色强度和最低的背景着色。

灵敏度高而极易控制背景的检测系统试剂盒是最为理想也是免疫组化染色优劣的关键，根据免疫组化技术发展至今第三代SP试剂盒更优于其它试剂盒（ABC、PAP等）。

但应注意检测系统应与一抗来源相匹配，否则检不出目的物。

一抗的作用时间最好是4℃过夜，也可以用37℃*lh，但后者在染色过程中应控制好温度、时间及其它抗体稀释度。

（1）抗体选用：

一般来讲，多克隆抗体的抗原专一性较差，非特异性反应较明显，效价不太稳定；但多克隆抗体制备简便，价格低廉，抗体效价较高，稀释度一般在1∶100~1000之间，适应性强，有部分多抗表达抗原特异性较好，如TG和PSA等，多抗CD3对石蜡切片标记T细胞适应性强，阳性率高。

单克隆抗体的抗原专一性强，质量和效价稳定，非特异性反应较少，标记结果可靠，但单克隆抗体制备复杂，价格昂贵，抗体效价较低，稀释度在1∶50~100，如单抗CD3只能在冷冻切片上表达，难在石蜡切片显色。

目前市场上常有分装、稀释抗体出售，这种抗体有使用经济的优点，但稀释抗体减少了蛋白分子间互相保护的作用，因而效价不稳定，不易长期保存。

进口试剂质量较好，但价格昂贵，特别是常用的第二抗体，染色过程短，敏感性高。

因此，应根据实际需要选择合适的抗体。

（2）抗体分装：

购入的抗体（除非只够数次用量）一般需要分装在多个安瓿中，根据月需要量，大致每安瓿含5~20微升。

除留下一支现用，其余应立即放置低温冰箱内贮存（-20℃以下）。

用一支取一支，以免长期保存在4℃冰箱内失效。

（3）抗体稀释：

抗体使用一般按其工作浓度稀释，如1∶100，1∶1000等等。

一次用不完的抗体可保存在4℃冰箱内，尽量在1~2月内用完，而不要放在4℃冰箱的冰格中，因为温度在0℃以下，抗体会很快结冰，再次使用时又要融化，这样几次冻融，抗体效价会急剧下降而失效。

用作抗体的稀释液，在夏天温度很高时，最好加入少许防腐剂如叠氮钠、柳硫汞等，以免在切片上作用时间超过10小时而生霉菌。

（4）无菌与消：

保持使用中的抗体无菌是困难的，但是与抗体接触的工具如滴管、吸管、试管、安瓿以及加样器等最好经过消毒，尽量减少污染的机会，不然抗体极易污染细菌与霉菌，而迅速发生浑浊沉淀而失效。