动物实验操作技术讲解.docx
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动物实验操作技术讲解
动物实验基本操作技术
动物实验是医学研究的基本手段，是药物安全性评价的必经途径。
娴熟的动物实验操作技术和技巧，是顺利完成动物实验并取得准确、可靠的结果和好的反应重复性的保证。
对实验动物饲养管理人员和兽医技术人员来说，动物不会讲话，不领人情，具有自卫本能，随时准备攻击兽医及其他工作人员，更不会自动地服药和接受必要的检查和治疗，这无疑给平时的饲养管理和兽医治疗工作增添不少麻烦。
所以无论是饲养人员还是动物实验人员都必须熟练掌握常规的和一些特殊的实验动物学技术，才能科学合理地养好实验动物，规范熟练地开展动物实验，有效地对患病动物进行检查、诊断和治疗。
同时也不会造成动物的应激反应或伤害，也不致给饲养管理和动物实验技术人员自身造成意外的伤害。
第一节实验动物的抓取与固定
一、大、小鼠的抓取固定法
1．小鼠的抓取固定方法先用右手抓取鼠尾并提起，置于鼠盒的笼盖或实验台上向后拉，在其向前爬时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿。
也可用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指、食指和中指按住其耳后颈背部皮肤亦可，适宜作灌胃，皮下、肌肉、腹腔注射等实验操作。
2．大鼠的抓取固定方法基本上与抓取小鼠相同，轻轻抓住鼠尾根部，将大鼠提起置于鼠盒笼盖上，迅速用左手拇指和食指捏住鼠耳后下方，固定其头部，不得让其转动，余下二指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心，右手即可进行腹腔、肌肉、皮下注射与灌胃或各种实验操作。
注意不用袭击方法抓取大鼠，否则易被咬伤。
解剖手术和心脏采血，可先麻醉动物，取背卧位，再用细绳活结或大头针将鼠前后肢分别固定在板上。
尾静脉注射或采血时，可用鼠静脉注射架固定，先选择合适固定架，打开鼠筒盖，将鼠尾提起，鼠身放入固定架，露出尾巴，盖好筒盖，即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
二、豚鼠的抓取固定法
基本上与大鼠相同，只是由于豚鼠较胆小，易受惊，所以抓取时必须稳、准和迅速。
可先用一手迅速抓住鼠背肩胛上方，用力下压固定后，以拇指和食指环握颈部，用另一只手托住臀部即可。
三、家兔的抓取固定法
抓取家兔一般用右手抓住兔颈部的毛皮，并提起，用左手托其臀部或腹部，让其身体重量的大部分集中在左手上。
注意不能用手抓双耳或腹部，以免损伤动物。
家兔的固定分为盒式、台式两种。
如作兔耳血管注射和兔耳采血时，可用盒式固定；如作呼吸、血压测定实验和手术时，则可用台式固定。
其方法是将家兔固定在兔台上，四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定栓上，头用固定夹固定，或用一根粗棉绳兜住兔的切齿绑在兔保定台铁柱上。
四、狗的抓取固定法
毕格狗能主动配合实验人员，抓取时动作要温柔，一般不会攻击人。
抓取杂种狗时，为了防止其咬人，最好首先让饲养员帮助绑住狗嘴。
或先轻轻抚摸其颈背部皮毛，然后用布带迅速兜住狗的下颌，绕到上颌打一个结，再绕回下颌打第二个结，然后将布带引至头后，颈项部再打两个结，这样就将狗嘴捆绑住了，注意松紧要适宜。
如狗过于凶猛，则可先用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒在地，再扎其嘴。
狗的固定也可先将狗麻醉后，采用头部固定和四肢固定法，头部固定可用一圆铁圈的狗头固定器，圈中央有一弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩，操作时，先将狗舌拉出，把狗嘴插入固定的铁圈内，再用平直铁闩横贯于尖牙后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在狗的下颌骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可。
四肢固定法与家兔相同。
第二节性别鉴定
动物实验中，经常要涉及雌雄动物的鉴别。
性成熟后的哺乳类动物性别一般易于区分，因为雄性个体睾丸已从腹腔下降至阴囊内，雌性动物的阴道也已开口。
除了生殖器官本身外，在某些动物中还可以根据第二性征来判断。
但是，对于新生动物来说，性别鉴定就较为困难。
下面介绍一些常用区分方法。
一、哺乳类
一般情况下，哺乳类动物性别依据动物的肛门与外生殖器（阴茎或阴道）之间的距离加以区分。
雄性要比雌性的距离更长。
1．啮齿目大鼠、小鼠、沙鼠可用肛门生殖器间距离加以区分。
成年大、小鼠性别极易区别。
雌性生殖器与肛门之间有一无毛小沟，距离较近。
雄性可见明显的阴囊，生殖器突起较雌鼠大，肛门和生殖器之间长毛。
幼年鼠则主要靠肛门与生殖器的距离远近来判别，近的为雌性，远的为雄性。
但这种方法对豚鼠和地鼠则用处不大。
豚鼠和地鼠用手压迫会阴部，雄鼠有阴茎突起，雌鼠则无，但可见阴道口呈“V”形。
另一种方法可以通过乳头的出现来区分大、小鼠。
雌性小鼠2-13日龄可见乳头的出现。
雌性大鼠3日龄就可见乳头，12到15日龄更明显，此后两种鼠的乳头就被被毛遮掩。
对于成年豚鼠在其肛门-生殖器部位之前施加轻微压力便可使阴茎伸出。
雌性豚鼠有阴道关闭膜（一种除了发情和分娩时外，关闭阴道口的细胞结构），用拇指和食指压迫生殖脊两侧使其上面部位轻轻张开，则该膜能暴露出来。
当放松时，此膜可在肛门和尿道之间形成浅U型皱折。
发情高潮期，阴道关闭膜呈开孔状。
2．兔形目与豚鼠区分方法相同。
对初生仔兔及开眼仔兔，可观察其阴部孔洞形状和距离肛门远近：
孔洞扁形、大小与肛门相同，距肛门近者为雌性；孔洞圆形而略小于肛门，距肛门远者为雄性。
对幼兔，可用右手抓住兔的颈背部皮肤，左手以食、中指夹住尾巴，大拇指轻轻向上推开生殖器，局部呈“O”形，下为圆柱体者是公兔；局部呈“V”形，下端裂缝延至肛门者为母兔。
对成年兔，可看有无阴囊。
三月龄以上家兔，只要看一眼有无阴囊，便可区分公母。
3．食肉目新生食肉目动物可用肛门-生殖器距离加以区分。
成年公犬睾丸下降于阴囊中，悬于会阴部下方，阴茎由耻骨下缘朝腹部方向延伸，至后腹壁开口。
母犬的尿生殖道开口于肛门下方，较易观察识别。
公猫的阴茎方向是向后的。
4．灵长目区分灵长类动物雌雄较为困难。
首先应检查其尿道开口，许多雌性动物有较大的阴蒂，其腹侧形成沟状通向尿道口，而雄性动物的尿道开口在阴茎头上。
触摸阴囊内是否有睾丸是确定其雌雄的最可靠方法。
第三节年龄的大致判断
一、小鼠
（一）根据形态鉴定日龄小鼠出生后不同日龄的外观形态特征见表9-1。
表9－1小鼠出生后不同时间的外观形态特征
日龄（d）
外观形态特征
1
仔鼠裸体鲜红
3
耳壳露出表皮
4
脐带疤痕脱落
5
能翻身
8
能爬行
10
能听到声音
9－11
全身被上白毛，门齿长出
13－15
眼皮张开，能跳跃，能抓取东西
18以后
能自行采食，独立生活
（二）根据体重鉴定日龄小鼠出生后体重与日龄相关，不同品系间有一定差异。
以KM小鼠为例，不同日龄小鼠体重见表9-2。
表9-2小鼠不同日龄的体重
日龄（d）
初生
5
10
15
20
25
30
体重（g）
1.8
4.0
6.0
11.0
15.0
21.0
21.0
二、大鼠
18日龄以前大鼠的形态特征与小鼠基本一致，可根据形态特征来判断年龄。
在无可靠记录资料的情况下，可根据体重来判断大致日龄。
普通级SD大鼠不同日龄体重见表9-3。
需要指出的是，同一品系大鼠的生长发育受窝产仔数、雌鼠哺乳能力、饲料营养水平、管理水平以及个体差异等多种因素的制约，年龄与体重的关系不是绝对的。
表9-3不同日龄SD大鼠体重情况
日龄（d）
初生
10
20
30
40
50
60
70
80
体重（g）
6－7
17－25
35－50
55－90
100－150
150－210
170－240
210－270
240－320
注：
1月龄后，雄鼠取上限，雌鼠取下限。
三、豚鼠
一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。
而年轻豚鼠牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。
同样，也可根据体重来推断大致年龄，见表9-4。
同日龄豚鼠，雌性体重略高于雄性。
与大鼠一样，其体重受多种因素的制约。
实验对年龄要求比较严格时，必须由卡片记录提供准确年龄。
表9－4豚鼠的体重与年龄的关系
日龄（d）
初生
7
20
30
60
90
120
180
体重（g）
60－80
100－120
150－200
170－220
240－300
330－400
400－470
520－600
四、家兔
家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重要标志。
青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。
白色家兔趾小基础呈红色，尖端呈白色。
一岁家兔红色与白色长度相等；一岁以下，红多于白；一岁以上，白多于红。
还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。
青年兔趾爪较短，直平，隐在脚毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而且爪尖钩曲。
另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮，行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行动迟缓的为老年兔。
五、犬
犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、外形颜色等情况综合判定。
成年犬有42颗牙齿。
齿式：
2（I3／3C1／1Pm4／4M2／3）=42。
仔犬在出生后十几天即开始生出乳齿，两个月以后开始由门齿-犬齿-臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8-10个月齿换齐。
但犬齿需要1岁半以后才能长坚实。
饲养场饲养的品种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的杂种犬就无法知道确切年龄。
实际中，可根据犬齿更换和磨损情况，估计犬的年龄，见表9-5。
表9-5 不同年龄犬齿更换和磨损情况
年龄
犬齿更换和磨损情况
2个月以下
仅有乳齿（白、细、尖）
2－4个月
更换门齿
4－6个月
更换犬齿（白，牙尖圆钝）
6－10个月
更换臼齿
1岁
牙长齐，洁白光亮。
门齿有尖突
2岁
下门齿尖突部分磨平
3岁
上下门齿尖突大部分磨平
4－5岁
上下门齿开始磨损呈微斜面，并发黃
6－8岁
门齿磨成齿根，犬齿发黄、磨损
9－10岁
唇部、胡须发白
10岁以上
门齿磨损，犬齿不齐全，牙根黄，唇边胡须全白
第四节 妊娠检查
妊娠（pregnancy），又称“怀孕”，是哺乳动物所特有的一种生理现象，自卵子受精开始到胎儿发育成熟后及其附属膜共同排出母体的复杂生理过程。
雌性哺乳动物排卵后，卵子与精子结合受精形成合子，雌性的发情周期即被妊娠期所代替。
妊娠期（gestation period）是指受精后到分娩当天新生命在母体内的生活阶段。
雌性动物妊娠后会发生一系列的复杂变化。
为了在配种以后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临床和实验室的方法进行检查，称之为妊娠检查，又称妊娠诊断（pregnancy diagnosis）。
通过妊娠检查可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以保护母体和胎儿正常发育，避免胎儿早期死亡和流产及减少繁育时间的损失。
妊娠检查不但要求准确，且及早确诊更为重要。
目前妊娠诊断的方法，基本上分为临床检查法和实验室检查法两大类。
临床检查法可分为：
①检查由内分泌变化所派生的及怀孕有关的母体变化，如试情法（观察动物是否返情）、阴道检查法（阴道是否有妊娠变化）、腹部检查法（观察雌性动物腹部变化）、子宫检查法（直肠触诊子宫）等。
②直接或间接检查是否有胎儿、胎膜和胎水存在。
如直肠检查法、腹壁触诊法、听诊（胎儿心音）法、超声波检查法、X线检查法等。
实验室诊断法可分为：
①检查与妊娠有关的母体激素变化，如血液（乳）孕酮的测定等。
②检查由内分泌变化所派生的母体变化，如检查子宫颈和阴道粘液的理化性状、利用外源激素检查雌性动物是否产生某种特有反应等。
③检查由于胚胎出现而产生的某种特有物质，如免疫学诊断。
④检查由于妊娠雌性阴道上皮出现的细胞学变化，如阴道活体组织学检查等。
（一）外部检查法
雌性动物交配后若妊娠一般会表现为发情周期停止、食欲增进、体重会逐步增加、腹部逐渐膨大。
这一现象越到妊娠后期越明显，早期的体重增加和腹部膨大应与生长和腹脂沉积相区别。
另一种就是采用试情法，如在雌兔配种后第5天，将其放入雄兔笼中，让雄兔追逐、爬跨母兔，若母兔不愿接受交配夹尾缩伏一角，说明有妊娠可能，配种后第16天再进行一次试情，同时结合观察动物的食欲、体重等变化加以确诊。
此法过于消耗时间，且不能肯定，因而对其外形观察只用于后期检查供参考。
（二）摸胎法
摸胎法是通过触摸雌性个体腹部子宫内胎儿的存在来进行妊娠诊断的方法。
适用于兔、犬、猫等及较小的非人灵长类。
如兔在配种后1周即可进行。
将雌性兔站立固定，兔头朝向术者胸部，右手作“八”字形自前向后轻轻沿腹壁后部两旁摸索，腹部柔软如绵，则是没有妊娠。
若摸到花生米样（直径为8mm-l0mm）大小能滑动的肉球（交配10天-12天为小核桃大小，15天鸡蛋黄大小），则可作妊娠判断。
但在7天-10天时，应与圆形（多为扁椭圆形）指压无弹性、不光滑且分布面积广而不规则的粪球相区分。
摸胎时动作要轻，以免造成流产。
犬、猫一般在配种后，用手在最后两对乳头上方的腹壁外前后滑动，看是否有硬物，若妊娠则能摸到早期胎儿（呈卵圆形），若呈弥漫感则未妊娠。
犬在20天—35天、猫在18天-30天易触诊。
（三）阴道检查法
阴道检查法与发情周期鉴定的方法相同。
观察雌性动物的发情周期是否消失，结合观察阴道粘膜的色泽、干湿状况、粘液性状等加以判定。
但此法易与假孕及雌性动物不正常发情相混淆，一般仅用阴道涂片作为对啮齿类动物妊娠诊断的参考。
为了某些研究目的，有时须确切地知道雌性动物何时发生了交配。
对此除了采用人工交配外；在实验动物中常用阴道涂片法，以观察雌性动物阴道内是否存在精子，从而确定是否交配。
但这仅能说明雌雄动物已交配，不能证明动物已受孕。
大、小鼠可以采用阴道栓检查法。
大鼠和小鼠一般在交配后2小时-4小时，在雌鼠的阴道内有明显可见的栓状物。
大鼠多在阴道内停留12小时-24小时即排出，排出物一般很小，呈圆锥状，奶油色，底面大小约3mm2-5mm2。
检查时一般采用在大鼠笼的网状底板下放一张干净的纸，于第二天检查是否有阴道栓。
若发现有阴道栓说明已发生了交配。
雌性小鼠一般不排出阴道栓，作阴道检查时易于发现。
若我们已检查有阴道栓存在，则大鼠和小鼠的受孕几率较高。
豚鼠交配后会在阴道内留有精子和阴道栓。
金黄地鼠在交配后第5天和第9天检查雌性阴道分泌物，若没有观察到奶油色、不透明、能拉长的粘性分泌物存在，则可判断已交配。
（四）直肠检查法
直肠检查法适用于较大的非人灵长类及用于实验的大动物。
其方法是将手的食指、中指或手臂通过直肠伸入雌性动物体内，触摸动物的子宫以检查胎儿的有无与大小，从而判定是否妊娠。
如猕猴在交配后1月左左，由助手将猴固定，用右手的中指（戴上医用手套，涂凡士林油膏）轻轻伸入直肠，隔着肠壁按摸子宫，左手托住下腹部。
可依据子宫的大小、形状和软硬度确定是否妊娠。
未孕猴子宫较软，扁平状，体重4．5kg-5kg的恒河猴子宫约1．5cm×l．5cm。
受孕后30天左右子宫由较硬转为很软。
（五）超声波检查法
超声波检查法是利用超声可以在机体内定向传播和遇到不同声阻抗的组织界面时能产生反射的原理，将妊娠早期的胎囊、少量胎水、胎体及胎心搏动检测出来（A型超声）；或利用多普勒（doppler）效应的原理，将子宫动脉、胎儿动脉以及胎心的搏动和血流检测出来（D型超声）；或通过断层扫查将子宫和胎体的切面，以图像显示出来（B型超声）。
这是直接检查，诊断可以早而准。
目前较多使用的为B型超声，又简称“B超”。
其检查分为三步：
动物固定；探查部位的确定和处理；探查。
探查所选用的超声频率一般为2．5MHz-5MHz之间。
（六）孕酮含量测定法
雌性动物配种后，若未妊娠，则血浆孕酮含量因黄体退化而下降，若妊娠则保持不变或上升。
测定一般采用外周血孕酮含量，测定方法采用放射免疫测定法（RIA）和酶联免疫测定法（ELISA）。
如绵羊配种后20-25天，血浆中孕酮含量大于1．5ng／ml，不孕准确率为100％，妊娠准确率为93％。
兔用放射免疫测定血浆孕酮浓度大于7ng／ml为妊娠评判标准，人工授精后第6天即达此标准。
（七）青蛙试验
适用于判断猴的妊娠。
受孕猴的尿中含有绒毛膜促性腺激素，能刺激青蛙的睾丸排出大量的精子。
试验前应检查确定青蛙的尿液中不含有精子。
取被检猴清晨的尿液，过滤后取3ml-5ml，注入青蛙的背部或腹部的皮下，经2小时-4小时，检查青蛙尿液中有无精子（因雄性青蛙的精管与肾脏相连，所以排精后能在尿液中查到精子）。
此法也可用蟾蜍进行。
除上述一些妊娠诊断方法外，还有免疫学诊断、X射线法、PMSG生物学检查法、子宫颈——阴道粘膜检查、激素反应法、眼球巩膜血管检查、腹腔镜检查、尿液雌激素检查、胎儿心电图检查等方法。
应根据具体实际能力和条件选择适合的方法进行妊娠检查。
第五节 分组与编号
一、编号标记方法
1．体表颜料着色法一般对短期试验的白色动物可用颜料涂搽被毛的方法标记。
常用的涂染化学药品有：
红色：
0.5%中性红或品红溶液；
黄色：
3%-5%苦味酸溶液或80%-90%苦味酸酒精饱和液；
咖啡色：
2%硝酸银溶液；
黑色：
煤焦油酒精溶液。
用毛笔将苦味酸或中性红涂在动物体表的不同部位，编号的原则是先左后右，从前到后。
即左前腿上部为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾部为6，右侧从前至后依次为7、8、9。
用黄色表示个位数，红色表示十位数。
此方法可编1-99号，适用于白色大小鼠、豚鼠和家兔。
2．个体耳号标记法用耳号钳在耳上打洞或用剪刀在耳边缘上剪缺口，以耳缘缺口为个位数，左耳前缘为1，左耳上缘为2，左耳下缘为3，右耳前缘为4，上缘为5，下缘为6。
以耳上孔洞为十位数，左耳前缘10，侧缘为20，下缘为30；右耳依次为40，50，60。
依据不同缺口和孔洞位置的组合，可编码1-99号。
啮齿类动物和猪的编号常用此法。
3．个体断趾标记法新生仔鼠可根据前肢4趾，后肢5趾的切断位置来标记，后肢从左到右表示1-10号，前肢从左到右表示20-90号，11-19号用切断后肢最右趾加后肢其它相应的1-9号来表示。
切断趾时，应断其1段趾骨，不能只断指尖，以防伤口痊愈后辨别不清。
此法亦可编成1-99号，多用于大小鼠。
4．耳号钳标记法此方法是用市场所售的专用耳号钳进行标记，其耳号钳有两种，一种是号码针加墨，一种是用固定耳号牌。
前者多用于兔、狗的编号，后者多用于狗、猫、猪、羊等动物。
使用时，在耳内侧无血管的部位用酒精或碘酒消毒，所编号码调整好加墨后，夹刺耳内侧。
耳号牌用专用耳钳穿夹到耳上。
5．挂牌法制作印有不同数字标记的金属（多为铝质材料）标牌，固定于犬、羊的项链上，禽类为铝条号码固定于翅膀上，此法清楚，便于观察，但要防止弄伤动物或丢失。
第六节 常规采血方法
大、小鼠可通过颈静脉、颈动脉、股静脉、股动脉、心脏、尾静脉和眼眶进行采血，也可断头采血。
家兔则可通过心脏、耳中央动脉、耳缘静脉、外颈静脉、后肢胫部皮下静脉、股静脉等处采血。
一、大、小鼠的采血方法
（一）大、小鼠的颈静脉或颈动脉采血可将大、小鼠麻醉，固定背部，剪去颈部外侧毛，分离颈静脉或颈动脉，并使其暴露清楚，用注射针抽取即可。
也可用镊子将颈静脉或颈动脉挑起来，用剪刀切断，直接用注射器或试管吸取流出的血液。
（二）大、小鼠的股静脉或股动脉采血将大、小鼠麻醉，固定背部，切开一侧腹股沟的皮肤，作股静脉和股动脉暴露分离术，用注射针取血，如需连续重复抽取，取血部位要尽量从远心端开始。
（三）大、小鼠的心脏采血将大、小鼠仰卧固定于固定板上，剪去心前区部位的毛，并用碘酒、酒精消毒皮肤，在左侧第3、4肋间，心跳搏动最强处用注射器的针头刺入心腔，血液可借助血压自动进入注射器，也可切开胸部，用针头直接刺入心脏抽取。
（四）大、小鼠的尾部采血尾部采血有两种方法，一种是将大、小鼠尾尖剪掉1-2mm，用手自尾根部向尖端按摩，血就自尾尖流出，但尾尖不能剪去过多，否则会不出血。
操作前如将鼠尾用45℃-50℃热水浸泡片刻，或用酒精、乙醚等擦拭，促使血管扩张，再剪去尾尖，采血可方便些。
另一种方法是采用交替切割尾静脉方法取血，每次采血时，用一锋利的刀片在鼠尾切破一段静脉，静脉血即由伤口流出，每次可取0.3-0.5m1，3条尾静脉可交替切割，并自尾尖渐向尾根方向切割。
此法在大鼠进行采血时，可以在较长的一段时间内连续取血，采血量较多。
（五）大、小鼠的眼眶采血先将鼠倒持，压迫颈部，使眼球突出充血，用眼科镊迅速挟取眼球，眼眶内很快流出血液，用玻璃器皿收集血液。
此法只适于一次性采血。
但也可用毛细管或塑料管沿眼角插入眼底静脉丛，血可自然从毛细管中流出。
此法可多次采血。
（六）大、小鼠断头取血剪掉鼠头，立即将鼠颈向下，提起动物，鼠血很快滴出，用容器收集。
如果是采取血浆或全血，收集血的容器内须预先放好抗凝剂。
二、豚鼠的采血方法
（一）耳缘剪口采血将豚鼠耳廓消毒后，用刀或刀片割破耳缘，在切口边缘涂抹20％柠檬酸钠溶液，阻止血凝，血即从切口处自动流出，用容器收集。
（二）心脏采血方法同大、小鼠。
（三）股动脉采血方法同大、小鼠。
（四）后肢背中足静脉取血先固定动物，将豚鼠右或左后膝关节伸直并对着术者，术者用酒精消毒豚鼠脚背面，找出背中足静脉后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手持注射针头刺入静脉，拔出针头后即出血。
采血后用纱布或酒精棉球止血。
反复采血时，两后肢交替使用。
三、家兔的采血方法
（一）心脏取血将家兔固定在兔台上，用手触摸到心脏搏动处，在第3-4肋间隙、胸骨左缘约3mm处，用注射针垂直刺入心脏，血液即随心脏收缩而进入注射器内。
此法每次取血不超过20-25ml，取血须迅速，缩短针头留在心脏内的时间，以防止血液在注射器内凝固。
（二）中央动脉取血将兔置于兔固定筒内，取兔耳中央一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，一手固定兔耳，一手持注射器，在动脉末端，沿动脉平行地向心方向刺入动脉，血即流入注射器中，此法一次抽血可达15m1；取血完毕，用酒精棉球压迫止血。
由于兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，故抽血前必须先让兔耳充分充血，在动脉扩张、未发生痉挛性收缩之前，立即进行抽血。
抽血针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从动脉末端开始；不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚，血管游离度大，易刺透血管造成皮下出血。
（三）耳静脉采血本法为最常用的取血法之一，常用于反复取血，因此，保护耳缘静脉发生栓塞特别重要。
取血前先将兔的头部固定（采用固定盒或由助手固定都可以），选耳静脉清晰的一侧，将耳静脉部位的毛拔去，用75％的酒精局部消毒，用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有5号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管，待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用棉球压迫止血。
四、狗、猫的采血方法
（一）后肢外侧跗外静脉、内侧隐静脉，前肢内侧皮下头静脉采血 将狗（猫）固定好，在后肢跗关节外侧剪毛，找到跗外静脉或大腿内侧找到隐静脉，用碘酒、酒精消毒皮肤，术者用左手拇指和食指握紧剪毛区的上部，使下肢静脉充盈，右手用连有6-7号针头的注射器迅速刺入静脉，左手放松，将针固定，以适当速度抽血，一般每次可采血10-20ml。
采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操作方法基本上同后肢静脉采血。
（二）股动脉采血将狗（猫）固定在解剖台上，使后肢向外伸直，暴露腹股沟三角，在动脉搏动的部位剪去被毛，消毒后，用左手中、食指探摸股动脉跳动部位并固定好血管，右手取连有5-6号针头的注射器直接刺入血管。
若刺入动脉，一般可见鲜红血液流入注射器；若未刺入动脉，可微微转动一下针头，见鲜血流出即可，待抽血完毕，用酒精棉球压迫止血。
（三）心脏采血同大、小鼠心脏采血。
（四）耳缘静脉取血同兔耳缘静脉采血。
第七节 麻醉方法
实验动物的麻醉就是用物理的或化学的方法，使动物全身或局部
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