益生元因可增加肠道益生菌的种群数量.docx

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益生元因可增加肠道益生菌的种群数量

益生元因可增加肠道益生菌的种群数量，并可有效改善机体健康状态而备受学者的关注。

已有大量研究表明非消化性的低聚糖具有良好的益生元作用，且性质稳定、安全无毒。

因此开发新型功能性益生元，是益生元研究和工业化发展的重要方向。

本文拟以人参多糖益生菌菌株为研究对象，对人参多糖的潜在益生元活性及合生元的功能性进行评价。

利用气相色谱检测了不同菌株发酵液中乳酸和短链脂肪酸的含量，结果表明不同菌株所产生的主要短链脂肪酸均为醋酸，含量由0.55到1.18mg/mL，且菌株C88总短链脂肪酸产量均高于其它菌株。

利用DPPH自由基、ABTS自由基、超氧阴离子自由基清除实验及铁离子螯合实验评价人参多糖与植物乳杆菌C88联合使用的体外抗氧化活性，结果表明人参中性多糖与人参酸性多糖分别与植物乳杆菌C88联合使用均具有明显的抗氧化活性，且酸性多糖活性高于中性多糖。

另外，以自然衰老小鼠作为动物模型，通过体内试验检测人参酸性多糖联合植物乳杆菌C88的体内抗氧化活性，结果表明联合用药可抑制衰老小鼠血清及肝组织中中丙二醛（MDA）的形成，提高超氧化物歧化酶（SOD）、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px）、过氧化氢酶（CAT）活性及总抗氧化能力（T-AOC）。

研究结果表明人参酸性多糖联合益生菌C88可明显增强免疫抑制小鼠吞噬细胞的吞噬能力及迟发型超敏反应结果，小鼠血清白细胞介素-2（IL-2）、白细胞介素-4（IL-4）、干扰素-γ（INF-γ）、肿瘤坏死因子-α（TNF-α），免疫球蛋白-g（IgG）含量明显升高，白细胞介素-10含量明显下降，并且均具有一定的剂量依赖性，同时联合用药组的作用效果要明显强于酸性多糖单独用药组。

称取干燥人参根粉末200g，按1:

10比例加入蒸馏水浸泡过夜，100℃提取两次，每次2小时，合并提取液并过滤（6层纱布），浓缩滤液至800mL，加入3倍量无水乙醇醇沉，过夜（4℃）。

收集沉淀，加尽量少蒸馏水充分溶解，离心（20min，3800rpm，4℃），收集上清液，重复3次后，硫酸-苯酚法显色检测基本无多糖，合并上清液，于-80℃冷冻后干燥，得粗人参多糖（WGP）。

1.2.1.2人参粗多糖分离纯化

称取上述制备的人参总多糖加水溶解，离心，取上清，重复3次，合并上清液，弃沉淀，利用DEAE-纤维素离子交换层析柱，分别以蒸馏水和0.5MNacl为洗脱剂。

上样后，首先以蒸馏水进行洗脱，后以NaCl溶液（0.5M）进行洗脱。

洗脱液利用自动部分收集器收集，合并含多糖的洗脱液部分（检测方法：

硫酸-苯酚显色法），透析（透析袋分子量3500Da）2-3天后于-80℃冷冻干燥，分别得中性多糖（WGPN）及酸性多糖（WGPA），收集备用。

1.2.2人参多糖益生元活性评价

1.2.2.1菌株来源及培养基

菌株来源：

菌株“C”分离于内蒙古奶豆腐，菌株“S”分离于东北传统发酵酸菜。

上述菌株均已通过API50CHL试剂盒及16SrDNA序列分析鉴定为植物乳杆菌。

配制含人参多糖的SDM培养基时除添加葡萄糖外，其它均同。

分别以葡萄糖、人参酸性多糖、人参中性多糖为碳源，配制相同浓度（2g/L）的SDM培养基。

1.2.2.2人参多糖对植物乳杆菌益生元活性测定

菌株分别用上述培养基进行培养，初步筛选出生长状况相对良好的菌株并测定菌株生长曲线。

生长曲线测定方法：

无菌操作条件下，将已配制的含不同人参多糖或葡萄糖的SDM培养液分装于无菌10mLEP管中，每管3mL，按3%接菌量，于37℃培养箱培养，于培养0、4、8、12、16、20小时时测定OD600值。

分别将不同时间段培养液取出后离心（4000rpm，5min，4℃）得菌泥，加入等体积的生理盐水（0.85%NaCl，3ml），充分混匀后，利用紫外-分光光度计于600nm测定OD值，记录不同菌株的生长情况，筛选出菌株生长趋势最为明显的菌株。

1.2.3短链脂肪酸分析测定

短链脂肪酸的测定根据Schneider等[59]的描述，利用气相色谱进行测定。

分别用人参酸性多糖SDM培养基及人参中性多糖SDM培养基培养上述已筛选菌株，每株4ml按3%接菌量，37℃厌氧培养20h后，取2mL培养液至已灭菌的10mLEP管中，加入0.5mL质量分数为2%的硫酸铜溶液杀死菌株。

取2mL上述含硫酸铜的培养液于EP管加入0.4mL质量分数50%的硫酸和2mL乙醚混匀，于摇床250r/min振荡摇匀45min，后离心（3000r/min，5min），取上清液于另一无菌EP管中，加入无水氯化钙脱水，取上清液利用气相色谱测定甲酸、乙酸、丙酸、丁酸、异戊酸及乳酸的质量浓度。

短链脂肪酸测定采用外标法，用乙酸、丙酸、正丁酸、异戊酸和乳酸做标准曲线，检测器为氢火焰检测器（FID）；色谱条件为载气N2，分流比10:

1，流速2.0mL/min；用DB-FFAP色谱柱（60米，内径0.25mm）；升温程序：

120℃维持5min，以15℃/min升到250℃保持1min，燃烧炉温280℃，待测样品体积为2uL。

1.3结果

1.3.1人参多糖的提取及纯化

根据张旭等的[31]描述方法，利用水提醇沉法从干燥人参根中提取水溶性多糖，通过Sevag法除蛋白后，得到粗多糖，即为水溶性人参粗多糖，其提取率约为8.2%（W/W）。

收集得到的人参总多糖利用DEAE-纤维素离子交换层析住进行分离纯化，以蒸馏水为洗脱剂得到未吸附多糖部分，即中性多糖，以0.5MNaCl为洗脱剂得到吸附多糖部分，即酸性多糖，回收率分别为50.6%和14.3%。

“益生元”是一种不易被消化的食品成分，通过选择性刺激一种或少数种菌落中的细菌活性与生长而对宿主产生有益的影响，最终改善宿主的健康状态[60]。

研究报道表明某些低聚糖具有益生元活性，如低聚果糖、低聚半乳糖、低聚木糖等[61-62]。

这些复杂的碳水化合物在小肠内不被消化，在结肠可优先促进双歧杆菌和植物乳杆菌的生长。

最为人们所熟知的即为菊糖和低聚果糖，可选择性的刺激双歧杆菌的生长[63-65]。

因为对于益生元需求的日益增加，所以目前对于发现新的具有潜在益生元活性的碳水化合物受到极大关注。

进一步的研究重点主要是针对自然资源中所提取的多糖进行益生元活性的探索，如：

挪威云杉、金莲花、平菇、杏鲍菇等自然资源中所提取的多糖。

人参多糖作为人参中主要的活性成分，许多研究致力于人参多糖的提取，分离，纯化，结构分析及活性研究等，而对其益生元活性的研究报到甚少，本实验主要以人参中提取分离的中性多糖及酸性多糖为碳源培养并筛选生长状态良好的不同来源的植物乳杆菌菌株，同时检测了人参多糖对不同菌株短链脂肪酸产量的影响。

本研究对于人参多糖潜在益生元活性的评价是通过植物乳杆菌对多糖的利用,发酵过程中以其作为主要的碳源进行生长而测定。

实验结果表明10株植物乳杆菌在不同的人参多糖中表现出不同的生长特性。

这一结果与一些学者所报道的研究结果相一致[66]。

益生菌对不同多糖的降解或发酵能力在不同种的植物乳杆菌或同一种群的不同株植物乳杆菌中具有较大差别[67]。

另外，研究表明人参中性多糖的益生元活性要强于人参酸性多糖。

导致这种结果的原因可能是因为人参多糖的结构特征所导致，如：

分子量，单糖组成，分子构象等都可能是影响多糖益生元活性的重要因素。

样品配制：

分别称取中性人参多糖及酸性人参多糖以蒸馏水为溶剂配制浓度为0、0.5、1、2、4mg/ml的多糖溶液；以维生素C（Vc）或乙二胺四乙酸（EDTA）作为阳性对照，配制相同浓度的对照溶液；同时培养并制备1010CFU/ml浓度的C88菌液。

实验分组：

1Vc阳性对照组；2人参酸性多糖组；3人参中性多糖组；4人参酸性多糖联合益生菌C88组（等体积C88菌泥与多糖溶液混匀）；5人参中性多糖联合益生菌C88组（等体积C88菌泥与多糖溶液混匀）。

2.2.1.1DPPH自由基清除作用

1.5ml各样品溶液分别加入1.5ml0.1mmol/LDPPH无水乙醇溶液（避光保存，现配现用），混匀，室温避光静置反应30min后离心（4000r/min，10min，4℃），取上清液于517nm处测定吸光度值，DPPH自由基清除率计算公式如下：

7mmol的ABTS溶液与2.45mmol的过硫酸钾溶液等体积充分混匀，室温避光条件下反应16h。

使用时ABTS·+溶液利用乙醇溶解稀释，使得其在734nm处的吸光度值为0.7±0.02。

分别取不同浓度的样品溶液各0.5ml与2.5mlABTS·+溶液充分混匀，室温下反应6min后离心（4000rpm，10min，4℃），在734nm处测定吸光度值。

去离子水代替样品作对照，乙醇空白，ABTS清除率计算方法如下：

5mL0.05molTirs-HCl缓冲液（PH=8.2）25℃水浴20min，再加入2mL样品溶液及0.4mL25mM邻苯三酚溶液，相同温度下培养5min，最后向反应体系中加入0.5mLHCl终止反应，10min后离心（6000rpm，10min，4℃）取上清320nm条件下测定吸光度，超氧化物阴离子清除率计算公式如下：

1mL不同浓度的样品溶液分别与0.05mL2mM的FeCl2溶液充分混匀，静置5min后，分别加入0.2mL5mM的菲咯嗪及2.75mL的蒸馏水，充分振荡混匀，室温下静置反应10min后离心（4000rpm，10min，4℃）取上清。

于562nm处测定吸光度值。

EDTA作为阳性对照。

铁离子螯合能力计算方法如下：

衰老雄性昆明小鼠（20月龄，35-45g）与青年雄性昆明小鼠（3月龄，18-22g）购于长春高新医学动物实验研究中心。

22℃，昼夜循环各12h条件下饲养，适应性喂养1周，实验期间自由进食进水。

衰老昆明小鼠随机分为5组，每组8只，分别为衰老小鼠对照组，人参多糖联合益生菌C88高剂量组（多糖200mg/kg+菌1010CFU/mL）、中剂量组（多糖100mg/mL+菌109CFU/ml）、低剂量组（多糖50mg/kg+菌108CFU/mL）及Vc阳性对照组，实验组灌胃给药，每日一次，连续给药20日。

青年昆明小鼠（8只）作为正常对照组。

衰老小鼠对照组及青年小鼠正常对照组灌胃给予相同体积的生理盐水。

最后一次给药24h后称取小鼠体重后脱颈处死小鼠，收集血液样品。

解剖分离小鼠脾脏、胸腺及肝脏。

称取小鼠脾脏及胸腺湿重，计算胸腺、脾指数，计算公式如下：

末次给药24h后，处死小鼠取血，37℃放置1h，4℃放置3h，离心（3000r/min，10min,4℃）制备血清，-20℃保存。

肝脏制备成10%的冰的生理盐水阻止匀浆，离心（3500r/min，10min,4℃），取上清，-20℃保存。

测定血清及肝组织中丙二醛（MDA）含量、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px）活力、总抗氧化活力（T-AOC）活力，超氧化物歧化酶（SOD）活力、过氧化氢酶（CAT）活力，采用比色法测定，按试剂盒说明书操作。

2.1.3.3数据分析

采用SPSS17.0软件利用方差分析完成统计处理。

计量数据以

表示；计量资料组间差异比较采用t检验。

差异显著水平为P＜0.05，极显著水平为P＜0.01。

2.4体外抗氧化检测结果

2.4.1DPPH自由基清除作用

DPPH是一种稳定且显紫色的自由基，最大吸收波长在517nm，广泛用于评价抗氧化剂的自由基清除活性，当DPPH与抗氧化剂发生反应时，DPPH转变为无自由基形式的DPPH-H形式，紫色迅速褪去，与其它方法相比较更方便，且敏感度高，可检测较低浓度抗氧化剂的抗氧化活性。

图2.1结果表明以Vc作阳性对照，人参中性多糖及人参酸性多糖均呈现不同程度的抗氧化活性，且酸性多糖的DPPH清除活性高于中性多糖的清除活性，且具有剂量依赖性。

当两者分别与益生菌C88联合使用时两者DPPH自由基清除作用均明显增强，酸性多糖的浓度4mg/ml与C88联合作用清除率达到最高并与阳性对照Vc活性相当，可达96.7%。

2.4.2ABTS自由基清除作用

ABTS实验常用于评价植物中某单一物质及混合物的总抗氧化能力。

本研究中，多糖样品对ABTS自由基的清除能力如图2.2所示，结果表明，人参酸性多糖及人参中性多糖单独存在时均具有较强的ABTS自由基清除作用，且酸性多糖的清除能力强于中性多糖，且作用强度具有剂量依赖性。

当两者分别与益生菌C88联合作用时，清除自由基能力均提高，当人参酸性多糖的浓度在4mg/ml与益生菌共同作用时，清除自由能力与阳性对照Vc相当。

2.4.3超氧阴离子自由基清除能力

超氧阴离子是单线态氧和羟基自由基前体的一种形式，虽然它是一种相对较弱的氧化剂，但其可形成更强的活性氧化物质，诱导脂质、蛋白或DNA的氧化损伤而造成脂质过氧化或细胞损伤，因此超氧阴离子自由基清除作用在抗氧化过程中具有重要作用。

多糖联合益生菌的的超氧阴离子清除作用如图2.3所示，结果表明人参酸性多糖及人参中性多糖抗氧化能力不及阳性对照Vc，自由基清除能力随浓度增加强度缓慢增强，当两者分别与益生菌C88共同作用时，清除活性有一定程度的提高，当酸性多糖及中性多糖浓度在4mg/mL与C88联合作用时，自由基清除率分别为45.20%、34.10%。

2.4.5铁离子螯合能力

金属螯合能力可能与抗氧化活性有关，也可能影响与抗氧化活性相关的其它功能。

2.5.1脏器指数

如图2.5所示人参酸性多糖联合益生菌C88对衰老小鼠脏器指数的影响，结果表明衰老小鼠对照组肝脏指数比正常青年小鼠对照组低，并且有显著性差异（P<0.05），人参酸性多糖结合益生菌C88高剂量组肝脏指数高于衰老小鼠对照组，且差异显著（P<0.05）。

衰老小鼠对照组脾脏指数比正常青年小鼠对照组低，且差异非常显著（P<0.01），人参酸性多糖结合益生菌C88高剂量组脾脏指数高于衰老小鼠对照组，并具有显著性差异。

而给药组小鼠肾脏指数及心脏指数与衰老小鼠对照组比较均无明显差异（P>0.05）。

总抗氧化活性（T-AOC）可以反映非酶抗氧化防御系统的能力。

如图2.6所示与青年正常小鼠相比，衰老组小鼠血清及肝组织中总抗氧化能力明显降低，差异非常显著（P<0.01）；给药中剂量组与高剂量组小鼠血清及肝组织总抗氧化能力与衰老组小鼠相比明显增强（P<0.05或P<0.01），低剂量组无明显变化。

表2-1表明了人参酸性多糖联合益生菌C88对小鼠血清及肝组织中抗氧化酶活性的影响结果。

超氧化物歧化酶（SOD）属于细胞内抗氧化活性酶，通过超氧阴离子抑制氧化反应的开始。

结果表明与正常组小鼠相比，衰老组小鼠血清及肝组织中SOD活性均明显降低（P<0.01），给药中剂量组，高剂量组肝组织SOD有明显增强（P<0.05或P<0.01），给药高剂量组小鼠血清SOD活性与衰老组小鼠相比有明显增强。

谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px）活性检测结果表明，与正常组小鼠相比，衰老组小鼠GSH-Px活性明显降低，差异显著（P<0.05），给药高剂量组小鼠血清GSH-Px活性明显增强与衰老组小鼠相比，差异极显著（P<0.01），但其影响作用不及阳性对照Vc。

衰老小鼠组血清及肝组织中过氧化氢酶（CAT）活性与正常组小鼠相比明显降低，且差异极显著（P<0.01）；与衰老小鼠相比，给药中剂量组小鼠肝组织，给药高剂量组小鼠血清及肝组织中CAT活性均明显增强，差异极显著（P<0.01）。

丙二醛（MDA）是判断脂质过氧化的主要指标。

本实验丙二醛测定结果如图2.7所示，衰老小鼠血清及肝组织中MDA含量与正常青年小鼠相比明显增加，表明随着年龄的增大丙二醛产量增加，氧化损伤的程度加深，低、中、高剂量给药组小鼠血清及肝组织中MDA含量与衰老组小鼠相比均明显降低（P<0.05或0.01）。

通过DPPH自由基清除作用，ABTS自由基清除作用，超氧化物阴离子清除作用实验进行检测验证。

DPPH自由基因其稳定性已广泛被用于检测抗氧化剂的自由基清除活性实验，而抗氧化剂对DPPH自由基的清除活性又与其本身的供氢能力有关，结果显示人参酸性多糖联合植物乳杆菌C88对DPPH自由基的清除活性比多糖单独作用时明显增强，并且具有剂量依赖性。

ABTS自由基清除实验可用于评价混合物的抗氧化活性，在波长734nm处所测定的指标可反应出有机溶剂或水溶剂所提取的多糖的抗氧化活性能力，结果显示人参酸性多糖联合植物乳杆菌C88对ABTS自由基的清除活性明显强于单独的人参酸性多糖，上述结果表明人参酸性多糖与植物乳杆菌C88之间可能存在协同抗氧化的作用。

虽然超氧化物阴离子清除活性及金属离子螯合实验对于检测抗氧化剂的抗氧化活性也具有重要的作用，然而人参多糖联合植物乳杆菌C88对超氧阴离子的清除活性及铁离子螯合能力的协同作用效果并不明显。

虽然协同作用的机理尚不清楚，但基于抗氧化活性试验所得到的结果，可以说明人参酸性多糖与植物乳杆菌C88的混合物在抗氧化活性中具有重要的作用。

天然抗氧化酶是重要的防御系统，保护细胞免受氧化损伤。

如超氧化物歧化酶（SOD）、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px）及过氧化氢酶（GAT）是重要的自由基清除酶，也是机体抵抗氧化代谢产物的二级防御系统。

抗氧化酶被认为是防止生物大分子免受氧化损伤的一个主要防御机制。

SOD、GSH-Px及CAT是三种重要的抗氧化酶，许多研究表明一种或多种抗氧化酶可缓解衰老的后果。

2.7小结

上述结果表明人参多糖与植物乳杆菌C88联合用药体内及体外均具有明显的抗氧化活性，体外实验结果表明，联合用药作用效果明显高于多糖单独作用效果，且酸性多糖联合用药组高于中性多糖联合用药组。

体内实验进一步证明人参酸性多糖联合植物乳杆菌C88可明显改善自然衰老小鼠的血清抗氧化指标，增强抗氧化功能，且具有剂量依赖性。

由此表明人参多糖联合益生菌C88可作为抗氧化剂且两者可能存在叠加或协同的抗氧化作用，其具体机理需进一步研究证明。

SPF级雄性ICR小鼠（18-22g），购自长春市亿斯实验动物技术有限责任公司。

实验室条件下，20℃左右，12小时昼/夜循环，自由进食进水，适应性喂养一周。

小鼠随机分为六组，每组15只，分别为正常对照组（Normal），模型对照组（Model），人参酸性多糖组100mg/kg/d（WGPA）以及人参酸性多糖100mg/kg/d结合益生菌C88108CFU/mL低剂量组（WGPA+C88Lowdose），人参酸性多糖100mg/kg/d结合益生菌C88109CFU/mL中剂量组（WGPA+C88Middledose），人参酸性多糖100mg/kg/d结合益生菌C881010CFU/mL高剂量组（WGPA+C88Highdose）。

除正常对照组外，其余各组实验动物于实验1-3天腹腔注射环磷酰胺（80mg/kg/d），制造免疫抑制模型。

于实验4-21天分别灌胃给予不同剂量的各样品。

最后一次给药24h后称重，摘眼球取血，37℃放置1h，4℃放置1h，离心（2800r/min，10min，4℃）制备血清，-20℃保存。

取血后解剖分离胸腺，脾脏，肝脏，肾脏及心脏并称取重量，计算脏器指数。

样品准备：

利用优化MRS培养基培养C88菌株

优化MRS培养基配制：

果糖10g，葡萄糖20g，大豆蛋白胨26.7g，酵母浸粉13.3g，柠檬酸钠5g，无水乙酸钠5g，磷酸氢二钾2g，硫酸镁0.2g，硫酸锰0.05g，吐温1mL。

量取500mL蒸馏水，倒入烧杯，充分溶解并混匀，115℃，20min灭菌。

3.2.2脏器指数测定

末次给药24h后，称量小鼠体重，处死后立即摘取心脏、肝脏、脾脏、胸腺和肾脏，生理盐水冲洗，滤纸吸干后分别称取内脏重量后按下列公式计算脏器指数：

最后一次给药24h后，小鼠称重，尾静脉注射印度墨汁（1:

4稀释），按0.05mL/10g注射剂量，注射后立即计时，分别于2min及10min时眼静脉丛取血30uL，血液样本与3mL0.1%Na2CO3混匀，600nm测定定吸光度，0.1%Na2CO3作空白，取血完毕后立即处死小鼠，分离肝、脾，吞噬指数计算方法如下：

1%2,4-二硝基氟苯（DNFB）20mg，将称取药品置于干净小瓶，将预先配好的丙酮橄榄油溶液（丙酮：

橄榄油V/V=1，各1mL倒入小瓶内，盖好并封口,混匀后即可使用，现配现用。

脱毛剂配制：

硫化钡10g，淀粉2g，加水至100mL，混匀后即用。

测定方法：

造模后于给药第13天用脱毛剂对小鼠腹部进行去毛处理，面积约2×2cm2，次日给小鼠腹部致敏，以1%DNFB30uL涂于小鼠腹部脱毛处，次日强化，于致敏第4日（给药第18日）小鼠右耳两侧均匀涂以DNFB20uL，丙酮橄榄油溶剂涂于小鼠左耳两侧，于攻击24h后处死小鼠，剪下两耳，称重，以左右耳质量差作为耳肿胀度。

3.2.5生化指标检测

获取血液样本制备血清后，利用ELISA针对性检测试剂盒测定血清中白细胞介素-2（IL-2），白细胞介素-4（IL-4），白细胞介素-10（IL-10），干扰素-γ（IFN-γ），肿瘤坏死因子-α（TNF-α），免疫球蛋白-g（IgG）的活性。

3.2.5数据分析

采用SPSS17.0软件利用方差分析完成统计处理。

计量数据以

表示；计量资料组间差异比较采用t检验。

差异显著水平为P＜0.05，极显著水平为P＜0.01。

3.3检测结果

3.3.1对免疫抑制小鼠脏器指数的影响

胸腺及脾脏属于非常重要的免疫器官，胸腺及脾脏指数可以指明机体的免疫功能及预后情况。

如表3-1所示人参酸性多糖联合益生菌C88对衰老小鼠脏器指数的影响，结果表明模型组小鼠各脏器指数与正常对照组相比均有所降低。

人参多糖联合益生菌C88低、中、高剂量组小鼠胸腺指数明显增加，且差异显著，具有一定的剂量依赖性；单独酸性多糖组胸腺指数增加不明显。

酸性多糖给药组及不同剂量的联合用药组小鼠与模型组相比脾脏指数均明显增加。

人参多糖联合益生菌C88高量组小鼠肾脏指数明显增加。

另外，人参多糖联合益生菌给药组小鼠胸腺、脾脏、心脏，肝脏指数均高于多糖单独给药组。

表明人参多糖联合益生菌C88可明显改善环磷酰胺诱导的免疫抑制小鼠的免疫器官指数。

利用碳清除实验检测不同样品对免疫抑制小鼠巨噬细胞吞噬活性的影响，结果如图3-1所示，模型组小鼠吞噬指数k与正常对照组相比均明显下降，且差异显著，表明免疫抑制小鼠造模成功。

与模型组相比，人参酸性多糖联合益生菌C88中，高剂量组吞噬指数明显高于模型对照组（P<0.05或p<0.01），且具有剂量依赖性。

当高剂量组人参多糖100mg/kg与C881010cfu/mL联合用药时，小鼠吞噬细胞吞噬指数可恢复到正常小鼠水平。

同时有结果可知，人参多糖联合益生菌共同用药作用结果强于多糖单独用药。

因此人参多糖联合益生菌可增强免疫抑制小鼠的吞噬细胞的吞噬能力，达到增强免疫的效果。

2,4-二硝基氟苯所致小数耳廓迟发型超敏反应属于典型的Ⅳ型变态反应模型，是由抗原诱导的一种细胞性免疫应答，作为迟发型超敏反应模型广泛用于药物试验研究中。

由图3-2结果可知，模型组小鼠耳肿胀度与正常组小时相比明显下降（p<0.01），表明环磷酰胺降低小鼠迟发型超敏反应的模型成功。

与模型组小鼠相比，不同给药组小鼠耳肿胀度均明显增加，且人参多糖联合益生菌C88不同剂量给药组对小鼠耳肿胀度的影响具有剂量依赖性，联合用药中，高剂量组小鼠耳肿胀度均高于多糖单独用药。

当高剂量组人参多糖100mg/kg与C881010cfu/mL用药时，免疫抑制小鼠迟发型超敏反应结果与正常对照组小鼠相当，耳肿胀度为0.035g。

IL-2是由活化的T细胞产生，对不同类型的免疫细胞均具有很强的免疫调节作用。

IL-4在免疫球蛋白E（IgE）的合成中扮演重要的角色，通过激活前辅助T细胞转化为Ⅱ型辅助细胞（Th2），从而触发B细胞中相同类型免疫因子的转化，使免疫球蛋白M（IgM）或免疫球蛋白G（IgG）转化为免疫球蛋白E（IgE）。

IL-4也被证明可抑制干扰素γ（IFN-γ）的产生及