三萜皂甙元2αoh 原人参二醇通过肠道微生物改造通过肠道 FXRGLP1轴改善代谢症候群.docx

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三萜皂甙元2αoh原人参二醇通过肠道微生物改造通过肠道FXRGLP1轴改善代谢症候群

细胞死亡与疾病

三萜皂甙元（2α-oh-原人参二醇）通过肠道微生物改造，经由肠道FXRGLP-1轴改善代谢综合征

摘要

绞股蓝总皂甙是宜兴绞股蓝的提取物，传统上已被处方用于改善亚洲民间和当地传统医学医院的代谢综合症。

但是，其作用机理仍不清楚。

在这项工作中，我们的研究结果表明，长期施用体内绞股蓝皂苷的代谢物2α-OH-异丙醇（GP2）可保护小鼠免受高脂饮食诱导的肥胖的影响，并通过改善肠道L细胞功能改善糖耐量。

从机理上讲，GP2处理可抑制胆汁盐水解酶的酶促活性，并调节肠道菌群的比例，从而导致牛体内β-多酚酸（TβMCA）的积累增加。

TβMCA通过降低核受体法尼酯X受体（FXR）的转录活性来诱导GLP-1的产生和分泌。

将GP2重塑的粪便菌群移植到抗生素治疗的小鼠中也增加了肠道TβMCA含量并改善了肠道L细胞功能。

这些发现表明，GP2通过肠道微生物群重塑至少部分地通过肠FXR/GLP-1轴改善了代谢综合征，并且还暗示GP2可以作为代谢综合征的有希望的口服治疗剂。

引言

代谢综合症是由一系列营养性危险因素引起的慢性疾病，已成为全球范围内主要的公共卫生挑战1,2。

胰高血糖素样肽1（GLP-1）是一种有效的抗高血糖降血糖素激素，由肠L细胞产生并从其分泌，随后在食物摄入后增强胰岛β细胞葡萄糖刺激的胰岛素分泌。

最近，有证据表明，肥胖患者的肠道脂毒性和氧化应激会加速L细胞功能障碍的发生率4,5。

因此，改善肠道L细胞功能的策略可能对代谢综合征具有新的治疗潜力。

胆汁酸（BAs）与类固醇具有碳骨架，是由肝脏中的胆固醇合成的，并分泌到肠中，以促进膳食脂质和脂溶性维生素的吸收6-8。

肠道中超过95％的胆汁酸被吸收，剩余的5％进入结肠，在那里它们被修饰为仲胆汁酸9。

甘氨酸或牛磺酸缀合的一级BAs在肠道中被胆汁盐水解酶（BSH）快速解偶联，肠道微生物群尤其是拟杆菌，乳杆菌和梭状芽胞杆菌广泛表达这种细菌，这是肠道细菌广泛表达的10,11。

最近，BA逐渐成为可能调节能量收集和消耗的代谢传感器调节剂[12,13]，口服BSH抑制剂可通过减少BA的去结合和FXR抑制作用来改善代谢紊乱14。

FXR是在肝脏和肠中高表达的核受体超家族成员，在控制肝胆汁酸的生物合成和进入肝循环中具有关键作用15,16。

共轭胆汁酸，例如人类的糖去氧去氧胆酸和小鼠的牛磺酸-β-多酚酸（TβMCA），已被确定为FXR拮抗剂17-19。

肠道FXR抑制部分通过肠-肝轴和肠-脂肪轴20-22调节葡萄糖和脂质的稳态。

最近的研究表明，L细胞中的FXR抑制会刺激GLP-1的产生和葡萄糖诱导的GLP-1的分泌14、21、23、24。

因此，去激活肠道FXR可能是代谢综合征治疗的潜在策略14、18、19。

绞股蓝（G.yixingense），葫芦科的天然植物，在亚洲国家被用作功能食品25,26。

绞股蓝总皂甙是从宜兴香豆中分离出的一组达玛烷型三萜皂苷，是负责观察到的对葡萄糖和脂质同稳态的有益作用的主要生物活性成分，但其基本机制仍知之甚少27。

在本研究中，我们揭示了三萜类皂苷元2α-OH-原庚糖醇（GP2）是体内绞股蓝皂苷的生物活性代谢产物，它是BSH抑制剂并调节肠道菌群。

在通过HFD喂养的小鼠中口服GP2可通过调节肠道FXR/GLP-1轴来改善代谢综合征。

我们的结果表明，GP2具有治疗代谢综合征的潜力。

材料和方法

代谢动物实验

雄性C57BL/6J小鼠和ICR小鼠购自ShanghaiModelOrganisms（中国上海）。

雄性ob/ob小鼠获自杰克逊实验室。

肠道FXR基因敲除（FXR-/-）小鼠由上海药物研究所的谢恩教授提供。

动物福利和实验程序均根据上海本草研究所动物伦理委员会的现行指南进行。

对于慢性治疗，在实验前进行样本量估算。

由HFD喂养的小鼠根据体重和血糖水平随机分配至各种治疗，并接受口服或不口服GP2（200mg/kg/d，bid）。

将GP2溶解在含有0.5％甲基纤维素（155496，MPBiomedicals，CA，USA），1％二甲基亚砜（DMSO;D4540-500mL，SigmaAldrich，美国密苏里州）和1％KolliphorEL（C5135-500g）的最终溶液中（美国密苏里州西格玛奥德里奇）。

BSH活性分析

基于与d5-CDCA19偶联的d5-TCDCA的酶促速率，确定BSH活性。

简而言之，将粪便在冷磷酸盐缓冲盐水（1：

10，w/v）中进行超声处理，然后以12,000×g的速度离心15分钟。

分离出含有BSH的粪便蛋白质溶液。

将总共50μL的测定溶液（包括50μMTCDCA-d5和0.1mg/mL粪便蛋白）在3mM乙酸钠缓冲液（pH5.2）中于37°C孵育20分钟。

用干冰将反应迅速停止，并将100μL反应混合物添加到等体积的甲醇中并轻轻混合。

在12,000×g下离心20分钟后，将20μL上清液与20μL水混合以进行分析。

肠道菌群的16SrRNA基因测序

收集新鲜的粪便，立即冷冻，并在16SrRNA测序之前储存在-80°C。

使用DNA试剂盒（OmegaBio-tek，美国）提取细菌DNA，并用针对16SrRNA基因可变V3-V4区的条形码通用细菌引物进行扩增。

从2.0％的琼脂糖凝胶中提取PCR产物，用AxyPrepDNA凝胶提取试剂盒（美国联合市的AxygenBiosciences）纯化，并通过QuantiFluor™-ST（美国威斯康星州的Promega）进行定量。

通过连接（TruSeqDNALT样品制备试剂盒，Illumina）将粪便细菌DNA添加到Illumina衔接子，并在IlluminaMiSeq平台上进一步扩增衔接子连接的DNA片段，以根据标准方案进行测序。

运营分类单位通过UCLUST进行了97％的相似度聚类。

使用R语言的纯素食包进行了主要坐标分析（PCoA）和Sobs指数分析28。

细胞培养和体外GLP-1测量

将STC-1细胞（ATCC®CRL-3254™，RRID：

CVCL_J405）培养并保存在含有15％（v/v）胎牛血清的高葡萄糖Dulbecco改良Eagle培养基中。

将STC-1细胞以1×105细胞/ml的密度接种在0.5％基质凝胶包被的24孔板中24小时。

然后，将细胞用含有0.1％无脂肪酸的牛血清白蛋白和0.1％Dpp-4抑制剂的TβMCA或DMSO处理24小时。

在此期间结束时，根据制造商的说明（62GLPPEG，法国Cisbio）将培养基转移进行GLP-1测量。

StatisticsPadPrism（GraphPad软件，拉荷亚，

所有数据均以平均值±标准误差表示。

使用GraphPadPrism（GraphPad软件，美国加利福尼亚州拉荷亚）的Studentt检验进行统计分析。

P<0.05被认为具有统计学意义。

结果

GP2治疗可保护小鼠免受代谢综合征的影响，并在高脂饮食喂养下促进能量消耗

宜兴G.是代谢异常的传统药物。

我们鉴定了一种新型的皂甙元，名为GP2，一种在体内，尤其是在糖尿病小鼠中的宜兴克霉的代谢产物（图S1）。

为了研究GP2对代谢综合征的潜在治疗作用，我们对有或没有GP2的HFD喂养的小鼠进行了为期5周的食入。

与媒介物小鼠相比，口服GP2可显着减轻体重增加和脂肪量（图1a–c），这与白色脂肪组织中脂肪细胞大小的减少有关（图1d，e）。

在GP2处理的小鼠中，高脂饮食诱导的肝脂质增加也减少了（图1e，f），这一发现与肝酶ALT的较低血浆水平一致（图S2a，S2b）。

GP2处理可降低血浆甘油三酸酯和胆固醇水平（图1g，h）。

空腹血浆葡萄糖和胰岛素水平也远低于用载体治疗的小鼠（图1i，j）。

口服葡萄糖耐量试验（OGTT）显示，GP2处理的小鼠的葡萄糖耐量得到改善（图1k，1）。

胰岛素耐受性测试（ITT）也表明，GP2治疗的小鼠的胰岛素敏感性显着提高（图1m，n）。

因此，口服GP2可增加肝胰岛素受体和AKT磷酸化（图S2c–S2f）。

这些结果表明，饲喂GP2可改善HFD喂养小鼠的代谢综合征。

GP2处理的小鼠的代谢参数变化不是由于热量摄入减少或肠内甘油三酸酯吸收减少（图S2g，S2h），而是能量消耗增加的结果（图1o–r，图S2i，S2j））。

与媒介物小鼠相比，GP2治疗导致更多的能量消耗（图1s，t），但运动活性没有变化（图S2k，S21）。

为了确认GP2对能量消耗的影响，我们对小鼠施加了冷应激。

GP2处理的小鼠在4°C暴露期间主要保持较高的体温（图S3a）。

此外，BAT的基因表达谱分析证实，GP2处理增加了棕色脂肪标记基因和一些与β-氧化有关的基因的水平。

同时，GP2处理略微增加了UCP1的蛋白质水平（图S3b，S3c）。

这些结果清楚地证明了GP2处理对能源消耗的好处。

图1GP2处理的小鼠对肥胖相关的代谢紊乱具有抵抗力。

给六周大的雄性小鼠喂食高脂饮食8周，然后在有或没有GP2-200mg/kg/d的情况下治疗5周（n=8-10）。

体重在32天内发生变化。

bGP2治疗32天后小鼠的体重增加。

cGP2处理4周后，通过NMR评估脂肪质量和瘦肉质量。

d用或不用GP2处理的小鼠的器官重量。

e在饮食干预结束时，对iWAT，eWAT，BAT和肝脏进行H＆E染色的代表性图片。

比例尺=100μm。

f媒介物治疗和GP2治疗小鼠的肝TG水平。

g–j小鼠禁食6小时，并测量载体治疗小鼠和GP2治疗小鼠的禁食血液中甘油三酸酯（g），胆固醇（h），葡萄糖（i）和胰岛素（j）的水平。

治疗三周后进行口服葡萄糖耐量试验（OGTT，2.0g/kg）（k）；OGTT在90分钟内的葡萄糖水平曲线下面积（l）。

结果显示为平均值±s.e.m。

，与媒介物相比，*P<0.05，**P<0.01。

长期GP2治疗诱导胰高血糖素原表达和GLP-1分泌

为了确定GP2如何改善葡萄糖稳态，我们分析了口服后GP2的吸收和分布。

用200mg/kg的GP2单剂量治疗雄性小鼠，并测量其在肠，血浆和肝组织中的GP2浓度。

给药后2小时，肠道中GP2的累积量（62.5±16.47μg/g）远高于肝脏（1.39±1.22μg/g）或血浆（0.80±0.51μg/mL）（图S4a，S4b）。

此外，肝脏微粒体迅速吸收了肝脏中吸收的GP2（表S1）。

肠道L细胞分泌GLP-1可改善葡萄糖耐量。

基于GP2的药代动力学分析数据及其在肠道中的强分布，我们假设GP2改善了肠道L细胞的肠降血糖作用。

为了验证GP2对GLP-1作用的影响，我们检测了胰高血糖素原的肠蛋白水平。

与媒介物处理相比，GP2处理诱导更多的促胰高血糖素原蛋白表达（图2a）。

相应地，在葡萄糖激发后，GP2处理的小鼠血浆中活性GLP-1和胰岛素的血浆浓度更高（图2b，c）。

同时，在GP2处理的小鼠中血浆二肽基肽酶4（Dpp-4）的活性（负责活性GLP-1降解的腺苷脱氨酶）没有改变（图S5），这些数据表明葡萄糖刺激的改善GP2处理后，内分泌细胞中更多的促胰高血糖素原表达和成熟，从而导致GLP-1分泌。

图2口服GP2可诱导肠道中胰高血糖素原表达和GLP-1分泌。

a，b免疫印迹（a）RIPA裂解液提取物中胰高血糖素的免疫原，来自使用或不使用GP2处理2周的小鼠回肠，并进行定量（b）（n=5）。

c–f在接受或不接受GP2治疗（200mg/kg/d，bid）的情况下，口服2.0g/kg葡萄糖（2mg/kg，每日两次）对HFD喂养的小鼠血浆中活性GLP-1（c）和胰岛素（e）的血浆浓度周（n=5-6）；（c）和（e）中葡萄糖激发后15分钟内，活性GLP-1水平（d）和胰岛素水平（f）曲线下的面积。

结果显示为平均值±s.e.m。

，与载体相比，*P<0.05，**P<0.01。

GP2口服治疗可诱导肠道FXR信号抑制

L细胞中的FXR激活抑制胰高血糖素原的表达和GLP-1的分泌。

接下来，我们询问口服GP2是否抑制肠道FXR转录活性。

如所预测的，施用GP2后，Fxr及其靶基因小异二聚体伴侣（Shp）和成纤维细胞生长因子15（Fgf15）的基因表达在回肠中要少得多，但在肝脏中则要少得多（图3a）。

肠道FXR的失活为肝脏提供了反馈，并下调了Cyp7a1在肝脏中的转录表达。

与媒介物处理相比，GP2处理可增加肝Cyp7a1和Cyp8b1基因表达（图3b）。

肠道FXR调节与神经酰胺合成相关的基因的表达20。

一致地，与载体治疗的小鼠相比，口服GP2下调了肠道中神经酰胺合成相关基因Cers5和Smptlc1的mRNA水平（图3c）。

这些数据表明，GP2治疗后肠道FXR信号显着降低。

考虑到高达100μM的GP2在体外FXR结合测定中没有表现出明显的抑制作用（图S6），这些结果进一步表明，口服GP2间接抑制了肠道FXR信号传导途径。

GP2治疗抑制BSH活性并增加肠道TβMCA积累

胆汁酸代谢产物参与FXR调节。

为了进一步探索GP2抑制肠道FXR的机制，我们检查了GP2处理后几种牛磺酸偶联胆汁酸的浓度。

与媒介物治疗相比，口服GP2可增加粪便Tα/βMCA的浓度，粪便Tα/βMCA是内源性FXR拮抗剂。

与Tα/βMCA的水平相比，GP2处理的小鼠中内源性FXR激动剂牛磺脱氧胆酸（TDCA）的浓度要低得多，而牛磺酸鹅脱氧胆酸（TCDCA）和牛磺胆酸（TCA）的粪便浓度却较低。

在两组小鼠之间具有可比性（图3d）。

此外，G蛋白偶联的胆汁酸受体1（GPBAR1），也称为TGR5，一旦被胆汁酸激活，就会增加GLP-1的分泌29,30。

然后，我们测量了GP2处理后与TGR5激活相关的胆汁酸的变化。

粪便中的脱氧胆酸，胆酸（CA）和鹅去氧胆酸（CDCA）的浓度没有变化，而GP2处理的小鼠的粪便中胆石酸含量要低得多（图S7）。

综上，这些结果表明口服GP2可增加肠道Tα/βMCA的积累。

Tα/βMCA在肝脏中合成，并通过肠道中的BSH解离为α/βMCA和牛磺酸。

为了验证GP2对体内BSH的作用，我们在GP2治疗后测量了盲肠中BSH的活性。

如所预测的，GP2治疗显着消除了粪便BSH活性（图3e）。

为了进一步检查GP2对BSH的抑制作用，我们在体外从HFD喂养的小鼠中分离出的粪便与GP2和TCDCA-d5进行了温育。

GP2处理剂量依赖性地降低了TCDCA-d5与CDCA-d5的去结合率（IC50=479.5±16.4μM，图3f）。

这些研究表明，GP2可以作为潜在的BSH抑制剂。

FXR激活通过抑制糖酵解作用而降低促胰高血糖素原mRNA的表达，而TβMCA处理可能会提高GLP-1的产生。

为了验证该假设，我们将STC-1细胞与TβMCA孵育了24小时，并测量了GLP-1含量。

根据先前的研究，TβMCA处理触发了GLP-1分泌的剂量依赖性增加（图3g），并在STC-1细胞中诱导了更多的促胰高血糖素原mRNA表达（图3h）。

同时，TβMCA处理后的糖酵解能力更高（图3i）。

为了进一步评估肠道FXR途径对改善GP2诱导的GLP-1产生和葡萄糖稳态的影响，我们将HFD喂养的WT和肠道特异性Fxr基因敲除（FXR-/-）小鼠与GP2进行了2周的治疗。

FXR-/-小鼠中Fxr的肠道mRNA水平远低于WT小鼠（图3j）。

与先前的报道一致，FXR-/-小鼠的肠道GLP-1蛋白水平比WT小鼠高得多（图3k，1）。

但是，GP2处理在WT小鼠中导致胰高血糖素原蛋白表达明显升高，而在FXR-/-小鼠中却没有（图3k，1）。

同时，GP2处理可降低WT小鼠的空腹血糖水平并提高口服葡萄糖耐量，而FXR-/-小鼠则不然（图S8a–S8f）。

两者合计，这些结果支持FXR途径在GP2处理诱导的肠道GLP-1产生中的作用。

图3GP2处理通过粪便TβMCA的积累抑制肠道FXR信号通路并改善肠道L细胞功能。

a，b在回肠（a）和肝脏（a，b）中靶基因的mRNA表达（n=7-8）。

c回肠中目标基因的基因表达（n=7-8）。

d在HFD喂养的小鼠的粪便中检测到牛磺酸结合的胆汁酸水平（n=3）。

在使用或未使用GP2（200mg/kg）处理的HFDfed小鼠的粪便中，BSH的酶活性。

CDCA-d5与TCDCA-d5的比率用于代表BSH的酶活性（n=4）。

f在体外用不同浓度的GP2处理的HFD喂养的小鼠的粪便中的BSH酶活性。

CDCA-d5与TCDCA-d5的比率用于代表BSH的酶活性（n=3）。

在与DMSO或TβMCA孵育24小时后，测量STC-1细胞上清液中的gLP-1浓度，并将TGR5激动剂INT-777（10μM）用作阳性对照（n=4）。

h用300μMTβMCA处理12h（n=4）的STC-1细胞中靶基因的基因表达。

i通过海马分析定量细胞外酸化率（ECAR）。

将STC-1细胞与DMSO或TβMCA孵育24h，然后依次注射葡萄糖（10mM），寡霉素（1μM），2-脱氧葡萄糖（100mM）和鱼藤酮（1μM）/抗霉素A（1μM）在指定的时间进行海马通量测定。

j–l给八周大的雄性WT或肠道特异性FXRKO（FXR-/-）小鼠喂食高脂饮食5周，然后在有或没有GP2-200mg/kg/d的情况下治疗2周（n=5–6）。

检测了GP2处理后WT小鼠和FXR-/-小鼠的肠道FxrmRNA水平（j）和胰高血糖素原蛋白水平（k，l）。

结果显示为与媒介物或DMSO相比的平均值±s.e.m.，*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001。

GP2治疗可改变肠道菌群组成

为了评估肠道菌群的调节，我们通过16SrRNA测序评估了微生物群落。

与媒介物处理相比，GP2处理降低了微生物群的系统发育多样性（图4a，b）。

PCoA在GP2治疗的小鼠和媒介物治疗的小鼠之间显示出显着差异（图4c）。

在门级，口服GP2适度降低了拟杆菌的比例，并显着增加了疣状微生物的比例（图4d，图S9）。

尽管两组小鼠中Firmicutes的比例相似，但norank_f_Clostridiales_vadinBB60_group，Gemella，Ruminiclostridium_9，Romboutsia，Lachnospiraceae_NK4A136_group，Ruminococcaceae_UCG-014，Oscillibacter，Ruminococcaceae_UCG的鼠属（图。

4e）。

GP2处理降低了来自变形杆菌属的布鲁氏菌属和脱硫弧菌属以及来自拟杆菌属的norank_f_Bacteroidales_S24-7_group的丰度（图4e）。

GP2S处理后，已被确认具有高BSH表达水平的Oscillibacter，Ruminiclostridium，Ruminiclostridium_9，norank_f_Clostridiales_vadinBB60_group，Desulfovibrio和norank_f_Bacteroidales_S24-7_group的比例有所降低（图10e，图4e）。

这些结果表明，口服GP2可调节肠道菌群，这种作用可能与抑制BSH酶活性有关。

另外，GP2的施用通过增加粘液阿克曼（Akkermansiamuciniphila）（A.muciniphila）属的丰度，增加了疣状微生物门的比例（图4d）（图S11a）。

黏液曲霉是一种降解黏蛋白的细菌31。

根据黏液曲霉的明显增加，与媒介物处理后相比，GP2处理后肠道中负责分泌粘蛋白以保护粘膜的杯状细胞数量略有增加（图S11b，S11c）。

此外，口服GP2可改善肠屏障的通透性（图S11d，S11e），并且在GP2处理后肠炎症相关基因的表达降低（图S11f）。

总体而言，这些结果进一步证实了口服GP2可改善由HFD喂养的小鼠肠道中的微生物群同源性。

图4口服GP2会改变肠道菌群的组成。

给六周大的雄性小鼠喂食高脂饮食8周，然后在有或没有200mg/kg/dGP2的情况下治疗5周（n=4）。

a，b口服GP25周后，喂食HFD的小鼠肠道微生物组的Sobs指数分析。

c基于未加权UniFrac的肠道菌群组成的主坐标分析。

d扇形图，显示了门水平粪便中肠道菌群的平均相对丰度。

e热图描绘了与d中相同的属水平粪便中微生物群落的相对丰度。

结果显示为与车辆相比的平均值±s.e.m。

，***P<0.001。

GP2治疗通过肠道菌群重塑诱导肠道胰高血糖素原表达

为了确认GP2诱导的FXR抑制和GLP-1分泌后肠道菌群的作用，我们用抗生素混合物（ABX）处理了喂食HFD的小鼠，以确认菌群在促进促胰高血糖素基因表达和葡萄糖代谢中的作用。

GP2给药后可诱导GLP-1分泌（图5a）。

始终如一，与媒介物相比，GP2给药以及单独使用ABX均可降低HFD喂养小鼠的血糖水平并改善其葡萄糖耐量（图5b-d）。

然而，在ABX治疗小鼠中，GP2治疗并没有进一步诱发降低血糖的作用和口服葡萄糖耐量的改善（图5b–d）。

此外，在对照组小鼠中口服GP2可显着诱导回肠和结肠中的胰高血糖素前体基因表达，但在经ABX处理的小鼠中未进一步增加（图5e，5f）。

这些结果表明，慢性GP2治疗以依赖于肠道菌群的方式改善L细胞功能。

图5GP2通过肠道菌群重塑诱导肠道胰高血糖素原表达。

实验示意图（n=9-11）。

简而言之，对6周大的雄性小鼠进行高脂饮食10周，然后根据体重和空腹血糖水平将其随机分为四组。

两组小鼠分别用抗生素混合物（ABX）处理1周，然后在有或没有GP2的情况下与ABX组合治疗3周。

其余两组小鼠以高脂饮食喂养1周，然后在有或没有GP2的情况下治疗3周。

b空腹血糖浓度是在使用或不使用GP2（200mg/kg/d）以及使用或不使用ABX治疗3周后测量的。

在测定血糖之前，将动物禁食6小时。

c绘制经强饲法给予葡萄糖（2.0g/kg）后，经赋形剂，GP2-，赋形剂+ABX和GP2+ABX处理的小鼠的口服葡萄糖耐量试验（OGTT）结果。

d（c）中的OGTT在90分钟内的葡萄糖水平曲线下的面积，e，f联合或不联合ABX处理后，回肠（e）和结肠（f）中前胰高血糖素的定量mRNA表达。

结果显示为平均±s.e.m.，*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001

为了进一步确定微生物群在维持葡萄糖稳态中的作用，我们通过管饲法将GP2处理或媒介物处理小鼠的微生物群转入了抗生素治疗的小鼠中（图6a）。

如预期的那样，从GP2处理过的小鼠（Re-GP2）移植了肠道菌群的小鼠显示出葡萄糖耐量的提高（图6b，c）。

此外，与Re-Veh小鼠相比，Re-GP2小鼠的粪便中Tα/βMCA水平也显着增加（图6d）。

与Re-Veh小鼠相比，Re-GP2中葡萄糖激发后还诱导了更多的GLP-1分泌（图6e，f）。

此外，Re-GP2小鼠的促胰高血糖素基因表达和促胰高血糖素蛋白水平高于Re-Veh小鼠（图6g，h）。

综上所述，这些数据表明，GP2治疗的HFD喂养小鼠的微生物群的移植足以诱导促胰高血糖素基因表达和葡萄糖诱导的GLP-1分泌。

图6。

GP2处理的小鼠的粪便菌群的移植增加了GLP-1的分泌。

药效学实验示意图。

简而言之，给6周大的雄性小鼠喂食高脂饮食20周，然后在饮用水中将抗生素消耗掉肠道菌群3天。

最后一次给予抗生素后12小时，对小鼠口服从媒介物（Re-Veh）或GP2处理的小鼠（Re-GP2）分离的粪便（重悬于PBS）3次（第0天，第3天，第6天）。

然后给小鼠喂食高脂饮食，持续3周。

b将小鼠禁食6小时，并通过强饲法（n=8-10）给予葡