药理学实验指导.docx
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药理学实验指导
药理学实验指导
中药教学部
重庆邮电学院生物学院
二OO四年六月
前言
药理学实验教学的目的，不仅是验证药理学理论，还可培养学生基本操作技能，观察和分析解决问题的能力，以及体验科学研究的基本原则和基本程序，从而提高学生实验研究能力和严密的科学思维方法。
为了使各专业的学生能深入理解药理学的基本理论和基本知识，特编写了这本《药理学实验实验指导》。
本实验指导选择的实验内容经典、实用，做到既与理论课有密切联系，又有实验课的独特体系；既有整体动物（包括清醒动物和麻醉动物）实验，又有器官水平实验；既有验证性实验，又有设计性实验,还有综合性实验。
从而使学生初步具备对客观事物进行观察、比较、分析、综合和解决问题的能力，并验证、巩固和加深理解基本理论，从而初步掌握药理学实验的基本方法。
为了达到上述目的，要求同学们做到下列事项：
一、遵守纪律，提前5分钟到达实验室，因故外出或早退应向老师请假。
进入实验室必须身穿白大衣，不许穿拖鞋，衣着整洁干净。
实验时应严肃认真，不高声谈笑，不进行实验室无关的活动。
违者将给予一定的处罚。
二、实验前：
1.仔细阅读实验指导，了解实验目的、要求、方法和操作步骤，领会其设计原理；2.结合实验内容，复习有关药理学和生理学、生化学等方面理论知识做到充分理解；3.预测实验中各个步骤可能出现的情况；4.注意实验中可能发生的问题。
三、实验时：
1.实验者必须先熟悉仪器的使用要点，而后运用。
仪器损坏或失灵，应请老师修理或调换。
违章操作使仪器损坏者，要进行赔偿。
各小组实验器材不得调换。
公用物品用完后放回原处。
2.实验时将实验器材妥善安排好，正确装置；严格按照实验指导上的步骤进行操作，准确计算给药量，防止出现差错意外；3.认真仔细地观察实验过程中出现的现象，随时记录药物反应出现的时间、表现以及最后转归，联系课堂讲授内容进行思考。
4.注意节约实验材料。
四、实验后：
1.整理实验结果，经过分析思考，写出实验报告（①.名、班级、组别、日期、操作者②.题目、目的、简要方法（包括仪器，药品等）．③实验结果是实验中最重要的部分，应该忠实，正确地记述实验过程中所观察到的现象。
一定随时记录，不可单凭记忆，否则容易发生错误或遗漏）。
时交给指导教师；2.整理实验器材，洗净擦干，妥为安好，放回原处。
将用过的动物进行处死动物及其他废物丢入指定处所。
有班长安排各组进行轮流打扫清洁，做好实验室的清洁卫生工作（桌、凳、地板、收拾干净，摆放整齐），离开时关闭所有的水、电、气关好门窗。
生物信息学院中药学教学部
刘圣蓉刘毅编著
二00四年六月
实验一实验动物的捉持法和给药法3……….8
实验二不同给药途径对药物作用的影响8
实验三传出神经系统药物对麻醉兔血压的作用9………10
实验四氯丙嗪的安定和抗激怒反应作用11
实验五吗啡的镇痛作用12……13
实验六有机磷药物的中毒及其解救14……15
实验七强心苷对在体蛙心的作用16
附录常用生理溶液的成分和配制17……18
实验一实验动物的捉持法和给药法
一、常用实验动物的捉持法
1．小鼠
（1）双手法：
右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。
迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图1）。
图1小鼠双手捉持法
（2）单手法：
小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠
尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图2）。
图2小鼠单手捉持法
2.大鼠
大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。
先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。
3．家兔
一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图3）。
切不可用手握持双耳提起兔子。
图3家兔捉持法
4．豚鼠
豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。
5.猫
应戴好防护手套。
轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。
性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。
6.狗
驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。
狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。
狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。
应将狗舌拉出口腔，以防窒息。
二、常用实验动物给药法
1.经口给药法
此法有口服与灌胃两种方法。
适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。
口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。
若为保证剂量准确，可应用灌胃法。
（1）灌胃法
小鼠：
左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时（大约灌胃管插入1/2），如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。
如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。
一次灌注药量0.1－0.3ml/10g体重。
操作宜轻柔，防止损伤食管（图4）。
灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml注射器上即成。
图4小鼠灌胃法
大鼠：
左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。
若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。
但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5－10ml的注射器上。
注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。
一次投药量1—2ml／100g体重。
家兔：
需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。
为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清水以保证管内药液全部进入胃内。
灌毕，慢慢拔出导尿管取出开口器（图5）。
图5家兔灌胃法
豚鼠：
如用灌胃器，灌胃法与大鼠相同。
如用开口器和导尿管，操作方法与兔灌胃法相同。
猫和狗：
灌胃方法与兔相似，将导尿管从鼻腔或口腔经食管插入胃内给药。
操作时应防止动物咬伤与抓伤。
（2）口服法
片剂药物可在扒开动物上下齿列后，用镊子夹住药物放在舌根部，迅速合起上下颌即可咽下药物。
给药前若先以水湿润口腔内部，更易咽下。
液体药物可在轻轻固定动物头部后，从口角齿列间注入药液，动物多能自动咽下。
溶于水的药物也可加入饮水中口服，不溶于水的药物可加入饲料中给药。
但这两种给药法必须是无味的药物，且难以保证剂量准确。
2.注射给药法
（1）皮下注射法：
小鼠：
一般需两人合作，一人把小鼠头与鼠尾牵向两端并固定，另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器刺入皮下，若针头容易向左右摆动即可注入药液。
拔针时左手捏住针刺部位，防止药液外漏（图6）。
一人操作可把小鼠放在金属网上，左手拉鼠尾，小鼠以其习性向前移动，此时右手持注射器从头端向尾部刺入背部皮下。
注药量0.1－0.3ml/10g体重。
图6小鼠皮下注射法
大鼠：
以捉持法握住大鼠，于背部或大腿拉起皮肤，将注射针刺入皮下。
一次注射药量小于1.0ml/100g体重。
家兔：
左手将兔背部皮肤提起，右手持注射器，针尖刺人皮下松开左手，进行注射。
豚鼠：
注射部位可选用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。
通常为大腿内侧面注射。
一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人进行注射。
猫：
将臀部皮肤拉起，将注射针刺入皮肤与肌肉之间，注入药液。
犬：
将犬的颈部或背部皮肤拉起，注射针刺入皮下进行注射。
（2）皮内注射法：
先将注射部位剪去毛。
左手绷紧皮肤，右手持注射器，小于15°角刺入皮内，注射药液，注射处出现一白色小皮丘。
（3）腹腔注射法：
小鼠：
左手捉持小鼠，腹部向上，右手将注射器针头刺入皮肤，其部位是距离下腹部腹白线稍向左或右的位置。
向前推进3—5mm，接着使注射器针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，继续向前刺人，通过腹肌进入腹腔后抵抗消失，这时即可轻轻注入药液。
小鼠的一次注射量为0.1—0.2m1/10g体重（图7）。
图7小鼠腹腔注射法
大鼠：
腹腔注射与小鼠相同。
注射量为1—2ml/100g体重。
豚鼠、猫、免等：
豚鼠、猫腹腔注射部位同小鼠。
兔在下腹部近腹白线左右两侧约lcm处，犬在脐后腹白线侧边1—2cm处注射为宜。
（4）静脉注射法：
大鼠和小鼠：
一般采用尾静脉注射，事先将小鼠和大鼠置于固定的筒内或铁丝罩内，或扣于烧杯内，使尾巴露出，于45—50℃温水中浸泡、或用60-100瓦电灯泡烘烤、或用75％酒精棉球擦之，使血管扩张，选择尾巴左右两侧静脉注射，注射时若出现隆起的白色皮丘，说明未注入血管，应重新向尾根部移动注射。
一次注射量小鼠为0.05—0.1ml/10g体重（图8）。
注射完毕后用棉球按压止血。
图8小鼠尾静脉注射法
家兔：
一般采用耳缘静脉注射。
可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉，或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩张。
以左手指在兔耳下作垫，右手持注射器，针头经皮下进入血管。
注射时若无阻力或无发生隆起现象，说明针头在血管内，注射完毕，压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟止血（图9）。
图9家兔耳缘静脉注射法
豚鼠：
一般用前肢皮下头静脉注射，后肢小隐静脉注射也可以。
接近下部比较容易刺入静脉。
注射量一般不超过2ml。
猫：
一般采用前肢皮下头静脉注射。
注射前先将猫装入固定袋或笼内，左手抓住前肢，酒精棉球涂擦后，从前肢的末稍端将注射器针头刺入静脉。
证实针在静脉内后，即可注射。
犬：
可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。
以手或橡皮带把静脉向心端扎紧，使血管充血。
酒精棉球涂檫后，针头向近心端刺入静脉，回抽针栓，倘有回血即可推注药液（图10）。
图10犬后肢外侧小隐静脉（左）和前肢背侧皮下头静脉（右）注射法
实验二不同给药途径对药物作用的影响
[目的]观察不同给药途径对尼可刹米作用的影响。
[器材]注射器（1ml×l）、小鼠灌胃器、玻璃钟罩。
[药品]5％尼可刹米溶液。
[动物]小鼠
[方法]
小鼠3只，称重，编号甲、乙和丙。
先观察正常活动，如呼吸、活动度和运动协调程度等。
然后将甲、乙、丙鼠以5％尼可刹米溶液0.2m1/10g体重，分别灌胃、皮下和腹腔注射，观察给药后各鼠是否出现兴奋、惊厥等症状，并记录出现症状的时间和小鼠的最终结局。
[结果]将观察结果列表比较。
[思考题]
不同给药途径为什么会影响药物效应？
实验三传出神经系统药物对麻醉兔血压的作用
[目的]观察传出神经药物对心血管系统的作用，并根据受体学说初步分析其作用机制。
[器材]RM6240信号采集系统、压力换能器、手术台、动脉套管、动脉夹、手术刀，小剪刀、普通剪刀、止血钳、头皮针、纱布、弹簧夹、螺旋夹、三通管、lml注射器（2支）、20ml注射器（1支）。
[药品]肝素、生理盐水、3％戊巴比妥钠、肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素、麻黄碱、酚妥拉明、普萘洛尔、氯化乙酰胆碱、阿托品。
[动物]家兔
[方法与步骤]
1．仪器调试
（1）将压力换能器上连接的三通管用肝素充满，并排除里面的空气，关闭三通管与压力
换能器的连同。
（2）压力换能器输出插头接到RM6240生物信号采集系统的一通道上，如：
三通道。
2.动物实验步骤
1.取兔一只，称重，以1m/kg的剂量静脉注射3％戊巴比妥钠麻醉兔，并将兔仰缚于兔板上。
2.将压力换能器上连接的三通管用肝素溶液充满，并排除里面的空气，关闭三通管与压力换能器的连通。
3.分离一侧颈总动脉，在动脉下穿两根线，远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，用眼科剪在动脉上剪一“V”形口，将连有压力换能器的动脉套管插入“V”形口中，用线结扎。
检查后，打开三通管与压力换能器的连通，以备描记血压。
4.兔耳缘静脉置入头皮针，固定以备给药，每次给药后用生理盐水0.5ml将药液冲入静脉内。
描记一段正常血压后，开始给药。
经头皮针到耳缘静脉依次注射下列药物，药物反应指标：
血压变化（升至最高点或降至最低点的高度及其时间），心率改变（心率增快或减慢及其时间）。
待前面一个药物作用基本消失后，再注射下一个药物。
（一）作用于α与β受体的药物
（1）肾上腺素10μg/kg（1:
10,000溶液，0.1ml/kg）
（2）去甲肾上腺素10μg/kg（1:
10,000溶液，0.1ml/kg）
（3）麻黄碱0.5mg/kg（1:
200溶液，0.1ml/kg）
（4）酚妥拉明0.5mg/kg（10mg/ml，0.05ml/kg）
（5）肾上腺素10μg／kg（1:
10,000溶液，0.1ml/kg）
（二）作用于β受体药物（着重观察心率变化）
（6）异丙肾上腺素1μg/kg（1:
100,000溶液，0.1ml/kg）
（7）普萘洛尔0.2mg/kg（1mg/ml，0.2ml/kg）
（8）异丙肾上腺素1μg/kg（1:
100,000溶液，0.1ml/kg）
（三）作用于M受体药物
（9）氯化乙酰胆碱1μg/kg（1:
100,000溶液，0.1ml/kg）
（10）阿托品0.5mg/kg（1:
200溶液，0.1ml/kg）
（11）氯化乙酰胆碱1μg/kg（1:
100,000溶液，0.1ml/kg）
[结果]多媒体描记血压变化的曲线，注明所用药物。
[思考题]
从受体理论分析并解释各药对兔血压的影响。
实验四氯丙嗪的安定和抗激怒反应作用
[目的]观察氯丙嗪的中枢安定作用。
[器材]药理生理多用仪、电刺激盒、小钟罩、瓷盘、lml注射器、粗天平、胶布少许。
[药品]0.06％盐酸氯丙嗪注射液、生理盐水。
[动物]雄性小鼠
[方法]
1.仪器准备：
将药理生理多用仪前面板“刺激方式”置“连续B”，“A频率”置2或4HZ（即每次刺激持续时间为1/2或1/4秒），“B时间”置0.5或1秒（即每两次刺激间的间隔时间为1/2或1秒）。
将后面板开关拨向“电惊、激怒”侧（切勿拨向“恒温、光电”侧）。
将后面板电压调至适当强度（140-160V）后，固定之。
将与电刺激盒相连的导线插入“交流输出”的两孔插座内。
2.动物准备：
将准备好的4只雄性小鼠分别进行称重、编号。
以体重相近两只配对，分成对照组和用药组。
3.测定两组小鼠产生斗咬对恃反应所需的刺激次数。
4.对照组给生理盐水0.1ml/10g体重ip；用药组给0.075％盐酸氯丙嗪0.1ml/10g体重ip（7.50mg/kg体重）。
15分钟后重复3步骤，获用药后产生斗咬对恃所需刺激次数。
5.对照组及用药组小鼠的尾部贴上胶布并头向下作悬垂状，观察各鼠反应。
[结果]将实验结果填入下表。
表氯丙嗪对电刺激小鼠激怒反应的影响
鼠号
组别
产生斗咬反应所需刺激次数
给药前
给药后
1
盐酸氯丙嗪组
2
3
生理盐水组
4
[思考题]
氯丙嗪对小鼠产生安定作用的机理?
有何临床意义?
实验五吗啡的镇痛作用
[目的]观察吗啡的镇痛效应，掌握镇痛实验方法（热板法）。
[器材]热板镇痛实验仪、粗天平、平口镊、1ml注射器、棉花少许。
[药品]0.15％盐酸吗啡、生理盐水。
[动物]雌性小鼠
[方法]
1.每组取雌性小鼠（18-22g）4只（全班分为十组）依次测定其痛阈值。
2.调节热板镇痛实验仪的温度，使之保持在55土1℃。
3.测定时，将小鼠分别放入盒内，观察并记录小鼠自放入盒内至出现舔后足所需时间（秒），以此作为该鼠的痛阈值，将小鼠取出。
如在30秒内不出现添后足，或逃避跳跃者应弃之不用。
4.将筛选合格的小鼠4只，称重编号，随机分成两组，每隔3分钟测定各鼠正常痛阈值共2次，取平均值作为给药前的痛阈值。
5.给药组2只小鼠腹腔注射0.15％盐酸吗啡0.1ml/10g体重，对照组2只小鼠腹腔注射等容量生理盐水。
于给药后5、10、20、40、80分钟各测痛阈值2次，取平均值。
如果60秒无反应，应立即将小鼠取出，以免时间太长把足烫伤，痛阈值计为60秒。
[结果]
1.统计全班结果，填入下表，并计算痛阈提高百分率。
表吗啡的镇痛作用（热板法）记录
药物
编号
剂量
痛阈值
痛阈值提高百分率
给药前
给药后
给药前
给药后
510204060
510204060
吗啡
生理盐水
2.以时间为横坐标，痛阈提高百分率为纵坐标画出两组时-效曲线，以分析药物的作用强度，作用开始时间和维持时间。
[注意事项]
1.选用雌性小鼠较好，因雄性小鼠受热后阴囊松驰，与热板接触易致反应过敏。
2.室温对此实验有一定影响，以15-20℃为宜，过低时小鼠反应迟钝，过高时则过于敏感，易引起跳跃，均影响实验结果的准确性。
3.正常小鼠一般放在热板上10-15秒钟内出现不安、举前肢、舔前足、踢后肢、跳跃等现象，但这些动作均不作为疼痛指标，只有舔后足才作为疼痛的指标。
4.动物的体重对结果有影响，一般用20克左右的体重为宜。
[思考题]
阐明吗啡镇痛作用原理及镇痛的时-效关系。
实验六有机磷药物的中毒及其解救
[目的]观察有机磷药物中毒的症状及对血液胆碱脂酶的抑制情况，根据阿托品和解磷啶对有机磷中毒的解救效果，分析和比较两药解毒作用的特点和原理。
[器材]1ml、2ml、5ml、10ml注射器、剪刀、试管架、恒温水浴仪、15ml试管、1ml、2ml、5ml吸管、小烧杯、漏斗、滤纸等。
[药品]5％敌百虫、0.1％硫酸阿托品、2.5％解磷啶、磷酸缓冲液（PH7.2），0.007M乙酰胆碱、14％盐酸羟胺、14％氢氧化钠、4N盐酸、10％三氯化铁溶液、肝素（300u/ml）。
[动物]家兔
[方法]
1.家兔两只，以甲、乙编号，称体重后分别观察下列各项指标；活动情况、呼吸、瞳孔、唾液、大小便、以及有无肌震颤等，分别记录于表1内。
2.将兔头固定，用酒精棉球反复擦耳壳，使血管扩张，当充血明显时，甲、乙两兔耳静脉注射5％敌百虫溶液2ml/Kg（100mg/Kg），密切观察表1中的各项指标，并作记录，待中毒症状明显时，然后甲兔静脉注0.1％硫酸阿托品1ml/Kg，乙兔静脉注射解磷啶100mg/Kg，密切注意甲、乙兔中毒症状的改变，直至中毒症状明显消失时，加以记录。
[注意事项]
1.静脉给敌百虫后，应将阿托品溶液吸好，并作好随时注射准备。
2.个别家兔静脉给解磷啶后症状加重（药效慢），严重者可给阿托品控制症状。
表1有机磷农药中毒症状及解救观察指标
兔号
体重
观察阶段
活动
情况
瞳孔
唾液
大小便
肌张力
肌震颤
血胆碱
酯酶活力
甲
用药前
敌百虫后
阿托品后
乙
用药前
敌百虫后
解磷啶后
[思考题]
简述有机磷农药的中毒原理、中毒症状、解毒原理。
实验六强心苷对在体蛙心的作用
[目的]学习在体蛙心的制备，观察强心苷对在体蛙心的作用。
[器材]计算机多媒体记录仪、蛙板、张力换能器、探针、普通剪刀、眼科剪、眼科镊、铁支架、双凹夹、烧杯、滴管、蛙心夹、蛙钉、棉线。
[药品]任氏液、无钙任氏液，1：
8000毒毛旋花子甙K，1％氯化钙溶液。
[动物]蛙或蟾蜍
[方法]
1.取蟾蜍捣毁脑和脊髓后，仰位固定于蛙板上，剪开胸腹部皮肤，打开腹腔和胸腔，充分暴露出腹壁静脉和心脏，将蛙心夹夹在心尖上，有线端小心垂直系在张力换能器上。
蛙心表面每隔10分钟用滴管滴加任氏液以保护蛙心。
2.描记一段正常心肌收缩曲线，记录正常心收缩幅度和频率（次/分），然后依次从腹壁静脉加入下列药物,观察收缩曲线有何变化。
（1）生理盐水0.4ml
（2）洋地黄1：
1000，0.4ml
（3）洋地黄1：
5000，0.4ml
（4）1%氯化钙，0.4ml
（5）2%氯化钙，0.4ml
[结果]描绘曲线，记录每次给药后心肌收缩强度、心率、节律的变化。
[思考题]
1.试述强心苷对心脏的作用特点及原理。
2.为什么应用强心苷时要禁用钙剂（iv）?
附录常用生理溶液的成分和配制
一、配制生理溶液的要求
1.渗透压
生理溶液要求等渗，但不同动物要求不同，如生理盐水溶液，冷血动物所用NaCl为0.5一0.75％，温血动物所用NaCl为0.6—0.9％。
2.各种离子
生理溶液中需含一定比例的不同电解质（或称无机盐类）的离子NaCl、K+、Ca2+、Mg2+、H+、Cl-、OH-等是维持组织和器官功能所必需。
组织器官不同，对生理溶液的成分，浓度要求亦不同。
3.pH的影响
生理溶液的pH一般要求在7—7.8之间，偏酸或偏碱都会影响组织器官的功能。
因此，常在生理溶液中加入缓冲液，常用的缓冲对有K2HPO4/KH2PO4和Na2CO3/NaHCO3。
4.营养物质
生理溶液中加入一定量的葡萄糖，为组织活动提供能量。
细胞培养液内还需加入多种氨基酸及血清等。
5．通入氧气
向标本溶液管内持续通入体积分数为95％O2和5％CO2混合气体，如离体兔心、乳头肌、离体子宫等；有的可用空气代替，如离体肠肌。
二、常用生理溶液的成分和适用组织器官
人工生理溶液种类繁多，其成分、含量有差异，适用的组织亦有区别。
下表列出的几种生理溶液，配制简便，适用组织较多，在药理实验中较常用。
常用生理溶液的成分及配制（g/L）
成分
任氏液
（Ringer）
任洛氏液
（Ringer-Locke）
台氏液
（Tyrode）
克氏液
（Krebs）
戴雅隆氏液
（DeJalon）
NaCl
6.5
9.0
8.0
6.9
9.O
KCl
0.14
0.42
0.20
0.35
0.42
CaCl2
0.12
0.24
0.20
0.28
0.06
MgSO47H20
0.26
0.29
NaHC03
0.2
0.5
1.0
2.1
0.5
NaH2PO42H20
0.0065
0.065
KH2PO4
0.16
葡萄糖
2.0
1.0
1.0
2.0
0.5
通气
空气
O2
O2或空气
95％O2+5％CO2
95％O2+5％CO2
用于蛙类器官
用于哺乳类
心脏等
用于哺乳类肠肌
用于哺乳类及鸟类各种组织
用于大鼠子宫
注：
1.配制含氯化钙的溶液时，必须将氯化钙单独溶解，充分稀释，然后
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