食品毒理学实验报告.docx
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食品毒理学实验报告
食品毒理学实验报告
篇一：
毒理学实验指导
《食品毒理学》实验指导
实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期
实验二兔血液红细胞计数
实验三四氯化碳对家兔肝脏谷丙转氨酶（GPT）和谷草转氨酶
（GOT）的影响实验
所需实验仪器：
电子天平、水浴锅、pH计（试纸）、显微镜、分光光度计、离心机、
一次性注射器。
实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期
一、原理、目的
药物血浆半（转载自：
.iaocaOfaNWen.小草范文网:
食品毒理学实验报告）衰期t1/2即血浆药物浓度下降一半所需的时间。
绝大多数药物是按一级动力学规律消除（恒比消除），因此每种药物都有固定的t1/2，不因血浆浓度高低而改变。
本实验用分光光度法测定水杨酸钠的血浆浓度并计算t1/2。
水杨酸钠为抗炎药，经肝代谢，在酸性环境中与三氯化铁生成一种紫色的络合物，在520nm波长下比色，其光密度与水杨酸浓度成正比。
通过测定水杨酸钠的血浆半衰期，使学生了解水杨酸钠在体内的消除速度，并掌握其血浆半衰期的测定方法。
半衰期是判断毒物蓄积程度的重要参数，对中毒和解毒有一定的实践意义。
二、试剂、器材及动物
离心管、试管、磅秤、玻璃棒、注射器、吸管、离心机、721型分光光度计；三氯醋酸、水杨酸钠、三氯化铁；兔。
三、方法步骤
1、取离心管和试管各5支，分别标为1~5号，备用。
5支离心管各加入10％三氯醋酸7ml。
2、取兔1只，称体重，从耳静脉取血2ml置入1号离心管，用玻璃棒搅拌。
然而自耳静脉注入10水杨酸钠（剂量为150mg/kg），并立即和60min后两次自另一耳静脉取血2ml，分别注入2、3号离心管中，搅拌。
4、5号离心管分别加入蒸馏水和0.02水杨酸钠2ml。
3、取上述5支离心管进行离心（2000r/min，5min），准确吸取上清液6ml放入编号相对应的试管中，分别滴入10三氯化铁12滴（0.6m1）摇匀5min后比色。
4、用721型分光光度计520nm波长比色，以4号管调“0”，读得5号管光密度为，再以1号管调“0”，读得2号管为1，3号管为2，将上述操作归纳为下表：
水杨酸钠血浆半衰期的测定
试管名编号对照
立即60min空白标准
5、计算半衰期
①求k值：
k=y/;y=0.02
②求水杨酸钠血浓度：
给药后立即血浓度y1=kl；给药后60min血浓度y2=k2。
③根据下列公式求半衰期：
12345
三氯醋酸（ml）
77777
兔血0.02水杨酸钠蒸馏水（ml）（ml）（ml）222——
————2
———2—
离心上清液三氯化铁（ml）（gtt）
66666
1212121212
t1/2=
四、结果
结果测定
5号管光密度（）
2号管光密度
（1）
3号管光密度
（2）
t1/2
实验二血液红细胞、白细胞计数
A【红细胞计数】
红细胞计数（redbloodcellcount，RBC）是指计算每升血液内所含红细胞的数目。
红细胞计数的方法有显微镜计数法、血沉管计数法、光电比色法、血细胞电子计数器计数法等。
目前在临床上使用最广泛的是显微镜计数法（计数板法）。
一、原理
血液经稀释后，充入血细胞计数板，用显微镜观察，计数一定容积内的红细胞数并换算成每μl内的数目。
二、器材
1、改良式血细胞计数板：
临床上最常用的是改良纽巴（Neubauer）氏计数板，它是由一块特制的玻璃板构成，玻璃板中间有横沟将其分为三个狭窄的平台，两边的平台较中间的平台高0.1mm。
中央平台又有一纵沟相隔，其上各刻有一个计数室。
每个计数室划分为9个大方格，每一大方格面积为1.0mm2，深度为0.1mm；四角每一大方格划分为16个中方格，为计数白细胞用。
中央一大方格用双线划分为25个中方格，每个中方格又划分为16个小方格，共计400个小方格，此为红细胞计数之用。
2、血盖片：
专用于计数板的盖玻片呈长方形，厚度为0.4mm。
3、沙利氏（shali）吸血管或红细胞稀释管，5ml吸管、中试管。
4、显微镜，计数器等。
5、稀释液：
0.85％氯化钠溶液。
三、方法试管稀释法
用5ml吸管吸取红细胞稀释液3.98ml（或4ml亦可）置于试管中。
用沙利氏吸血管吸取全血样品至20μl刻度处（或吸血至刻度10处，红细胞稀释液用2ml）。
擦去吸管外壁多余的血液，将此血
液吹入试管底部，再吸、吹数次，以洗出沙利氏管内粘附的血细胞，然后试管口加塞，颠倒混合数
次，再用毛细吸管（或玻棒）吸取已稀释好的血液，放于计数室与盖玻片接触处，即可自然流入计数室中。
注意充液不可过多或过少，过多则溢出而流入两侧槽内，过少则计数池中形成气泡，致使无法计数。
计数时，先用低倍镜，光线要稍暗些，找到计数室的格后，把中央的大方格置于视野之中，然后转用高倍镜。
在此中央大方格内选择四角与最中的五个中方格（或用对角线的方法数五个中方格），每个中方格有16个小方格，所以共计数80个小方格。
计数时注意压在左边双线上的红细胞计在内，压在右边双线上的红细胞则不计数在内；同样，压在上线的计入，压在下线的不计入，此所谓“数左不数右，数上不数下”的计数法则。
四、计算
R/80×400×20×10=1mm3血液中红细胞个数。
R—5个中方格（即80个小方格）内的红细胞总数。
400—一个大方格，即1mm2面积内共有400个小方格。
20
—稀释倍数。
10—血盖片与计数板的实际高度是1/10mm，乘10后则为1.0mm。
上式简化后为R×10，000=红细胞数/mm3
推算后即：
每升血液中的红细胞数M=R×0（20倍稀释）
五、注意事项
（1）红细胞计数是一项细致的工作，稍有粗心大意，就会引起计数不准。
关键是防凝、防溶、取样正确。
取抗凝血时，抗凝剂的量要合适，不可过少使血液部分呈小块凝集；采血时应注意及时将抗凝剂与血液混匀。
防溶是指防止过分振摇而使红细胞溶解，或是器材用水洗后未用生理盐水冲洗而发生溶血，使计数结果偏低。
取样正确是指吸血10或20μl一定要准确，吸血管外的血液要擦去，吸血管内的血液要全部洗入稀释液中，稀释液的用量要准；充液量不可过多或过少，过多可使血盖片浮起，过少则计数室中形成小的空气泡，使计数结果偏低甚至无法计数。
此外，显微镜台未保持水平，使计数室内的液体流向一侧，这些操作上的错误均可使计数结果不准确。
（2）器材清洗方法：
沙利氏吸血管或试管，每次用完后，先用清水吸吹数次，然后用蒸馏水、酒精、乙醚，按次序分别吸吹数次，干后备下次使用。
血细胞计数板用蒸馏水冲洗后，用绒布轻轻擦干即可，切不可用粗布擦试，也不可用酒精、乙醚等溶液冲洗。
六、参考值
家兔：
（5.87±0.32）×2/L；
成人男性：
（4.0-5.5）×2/L；成人女性：
（3.5－5.0）×2/L
实验三四氯化碳对肝脏谷丙转氨酶（GPT）和谷草转氨酶（GOT）
的影响实验
一、目的要求
通过本实验使学生掌握四氯化碳对肝脏谷丙转氨酶（GPT）/丙氨酸氨基转移酶（ALT）和谷草转氨酶（GOT）/门冬氨酸氨基转移酶（AST）影响的测定方法。
二、原理
谷氨酸+丙酮酸GPT/ALT-酮戊二酸+丙氨酸以丙氨酸和α-酮戊二酸为基质，在一定条件下反应产生一定量的丙酮酸，加入1摩尔浓度酸后酶反应终止，2，4-二硝基苯肼与丙酮酸作用生成丙酮酸2，4-二硝基苯腙，在碱性条件下呈红棕色，根据色泽深浅推算出酶活力。
虽然基质中剩余的α-酮戊二酸也能与2，4-二硝基苯肼生成苯腙，但在500~520nm波长下，丙酮酸2，4-二硝基苯腙的显色强度约为α-酮戊二酸2，4-二硝基苯腙的3倍，且α-酮戊二酸的用量较少，利用这一差别可以反映丙酮酸的生成量。
GOT/AST
谷氨酸+草酰乙酸-酮戊二酸+门冬氨酸
T
以门冬氨酸和α-酮戊二酸为基质，在一定条件下反应产生一定量的草酰乙酸，草酰乙酸在反应过程中又自行脱羧成为丙酮酸，余下与2，4-二硝基苯肼的显色原理同ALT。
三、试剂与器材及动物1．试剂
（1）磷酸盐缓冲液（0.1mol/L，pH7.4）：
取甲液420ml和乙液80ml，混合均匀即得。
①甲液（0.1mol/L磷酸二氢钠）：
取NaH2PO4·12H2O35.82g，加蒸馏水溶解后稀释至1000ml。
②乙液（0.1mol/L磷酸二氢钾）：
取无水KH2PO413.61g，加蒸馏水溶解后稀释至l000ml。
（2）丙酮酸钠标准液（2mmol/L）：
在100ml磷酸盐缓冲液中溶解22.0mg丙酮酸钠。
（3）0.4mol/L氢氧化钠溶液：
先配1mol/LNaOH{（称取NaOH40g，用蒸馏水溶解后稀释至1000ml即得），以1mol/LNaOH稀释配成0.4mol/LNaOH。
（4）SGPT基质液：
精确称取DL-丙氨酸1.79g和α-酮戊二酸29.2mg，放于100ml烧杯内，加入少量（约15m1）磷酸盐缓冲液及少量1mol/L的NaOH溶液使其溶解，并调pH至7.4，放入100ml容量瓶内，用磷酸盐缓冲液定容，4℃冰箱保存，此液每升含α-酮戊二酸2mmol、丙氨酸20mmol。
（5）SGOT基质液：
在100ml的烧杯中加入29.2mgα-酮戊二酸和2.66gDL-天门冬氨酸，再加入足量的1mol/L氢氧化钠，配成溶液，用1mol/L氢氧化钠调节pH为7.4，移入100mg容量瓶中，用磷酸盐缓冲液定容，4℃温箱保存。
此液每升含α-酮戊二酸2mmol、天门冬氨酸20mmol。
（6）2,4-二硝基苯肼液（1mmol/L）：
称取19.8mg2,4-二硝基苯肼，加1mol/L盐酸至100ml使之成为溶液。
盛于棕色瓶内备用。
（7）50％四氯化碳植物油溶液。
2．器材
分光光度计、注射器、试管、兔笼。
3．动物
健康、未妊娠的家兔。
四、方法步骤
1．损伤兔肝脏取健康、未妊娠家兔以50％四氯化碳植物油溶液股内皮下注射（0.5m1/kg）
篇二：
20秋季《食品毒理学》实验方案
实验须知
1．实验前必须认真预习实验内容，熟悉本次实验的目的、原理和操作步骤，并思考每一操作步骤的意义。
未预习以及未听教师讲解实验内容的同学不得参加实验操作。
2．自觉遵守课堂纪律，不迟到，不早退；自觉维护实验室秩序，不大声谈笑，手机设为静音。
3．实验动物是本实验课的主要研究材料。
对实验动物一定要有尊重爱护的态度，严禁逗耍实验动物以及用手机给动物拍照，严禁将实验动物掉在地上，严禁乱扔实验动物，切实保障操作者自身和其他同学的人身安全，以及避免实验动物的意外受伤。
若不慎被动物抓伤或咬伤，应立即报告指导教师，并及时进行妥善处理。
4．实验过程中要听从教师的指导，注意力高度集中、严肃认真地按操作规程进行实验，仔细观察并分析^p实验现象，并把实验结果和数据及时、如实地记录在实验报告上。
5．使用药品、试剂等时必须注意节约；要爱护实验室的仪器设备，严格遵守操作规程，小心仔细，防止损坏仪器。
发现故障须立即报告教师，不可擅自动手检修。
6．实验完毕，应将试剂、药品摆放整齐，仪器洗净放好，将实验台面擦拭干净，使实验室始终保持干净卫生，动物尸体由教师按实验室操作规范统一处理。
离开实验室前，应将自己的手清洗干净，养成良好个人卫生习惯。
7．完成实验后，应按要求及时完成实验报告，并由学习委员交给指导教师。
实验一实验动物的一般操作技术
一、实验目的
学习食品毒理学试验中有关动物试验的基本操作技术，掌握实验动物的选择，性别鉴定，抓取方法，标记方法，染毒方法，生物材料采集和实验动物处死等技术。
二、试剂、器材及动物
苦味酸酒精饱和溶液、美蓝溶液、0.9％的NaCl溶液
托盘天平、电子天平、棉签、1mL注射器、灌胃器、烧杯、容量瓶、定量取血管、玻璃毛细管、鼠笼
昆明种小鼠
三、操作方法
（一）实验动物的选择
食品毒理学研究中，无论应用何种种属、品系的实验动物，都必须是健康动物。
动物的选择，应重点检查下述项目。
1.
外观体形丰满，被毛浓密光顺，行动敏捷，反应灵活。
2.
眼睛明亮，瞳孔清晰，双侧等圆，眼内无分泌物，眼睑无肿胀、发红。
3.
耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮、糜烂。
4.
鼻无喷嚏，无浆性黏液分泌物。
5.
皮肤无创伤、脓疮、疥癣、湿疹。
6.
头颈部姿势端正。
颈项歪斜提示可能存在内耳疾患，不能用于实验。
7.
消化道无呕吐、便秘、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
8.
神经系统无震颤、麻痹、运动失调，如有转圈运动或倒提时呈圆圈摆动，不能用于实验。
9.
四肢及尾四肢、趾及尾无红肿、溃疡。
10.
食欲及营养良好
（二）实验动物的性别鉴定
1.
大鼠、小鼠主要观察肛门与生殖孔的间距，雄性间距大，而雌性间距小；雄鼠夏天或卧位可见睾丸，雌鼠腹部有明显乳头，大鼠6对，小鼠5对。
（三）实验动物的抓取和固定
实验前应了解动物的一般习性，正确抓取和固定动物，既要大胆，又要细心。
1.
小鼠的抓取方法先用右手抓取鼠尾部提起，置于实验台上向后拉，在其向前方爬行时，用左手拇指和食指快速、准确抓取小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手手心中，以无名指按住鼠尾根部，小指按住后腿即可。
右手则可进行灌胃或注射等操作。
（四）实验动物的称重、编号和标记
1.
称重一般同一组内，同性别动物体重差异应小于平均体重的10％，组间同性别动物体重平均值相差应小于5％。
2.
编号和标记
（1）染色法一般采用不同颜色的染料涂擦于动物不同部位的被毛染色，表示不同号码，此法适用于大鼠、小鼠和豚鼠。
常用的染料有苦味酸酒精饱和液（黄色）、美蓝溶液（蓝色）或甲基紫酒精饱和液、0.5％中性红或品红溶液（红色）等。
具体方法为：
头部为1号，按顺时针方向，右前肢2号、右肋3号、右后肢4号、尾跟5号、左后肢6号、左肋7号、左前肢8号、背部9号；在相应部位涂染另一种颜色染料表示十位，两种颜色可编1~99号。
（五）实验动物的染毒途径和方法
1.
经口染毒
（1）灌胃将毒物不经口腔和食道，直接灌入胃内。
急性毒性试验多用此法。
具体方法：
用带有灌胃器的适当容积注射器吸取所需的受试液（溶液、混悬液、乳液）备用。
①小鼠保定，一手紧抓住耳后、颈部皮肤，用无名指、小指和大鱼际肌压紧尾根部。
将动物固定成垂直体位，腹部面向操作者，使上消化道固定呈一直线。
另一手持注射器，将针头由动物口腔侧插入，避开牙齿，沿咽后壁缓缓滑入食道。
若遇阻力，可轻轻上下滑动探索，当感到阻力消失时，即将针头深入至胃部。
如动物挣扎，应停止进针或将针头拔出，千万不能强行插入，以免损伤、穿破食道，甚至误入气管，导致动物立即死亡。
进针深度一般是小鼠2.5～４cm。
为验明灌胃针是否正确地插入胃部，可轻轻回抽注射器，如无气泡抽出表明已在胃中，可将受试液推入。
（2）喂饲将受试化学物均匀拌入饲料或溶于饮水中，由动物自由采食。
适用于染毒时间较长的毒性试验，如亚慢性和慢性毒性试验。
（3）吞咽胶囊将所需剂量的受试化学物装入胶囊内，强制动物咽下。
适用于易挥发、易水解和有异味的化学物，兔、犬、猫可用此法。
2．注射染毒外化学物的毒性研究中，根据试验目的和需要，可选择腹腔注射、静脉
注射、肌肉注射、皮下注射等途径染毒。
大鼠和小鼠经尾静脉注射，兔则经耳静脉注射。
（六）实验动物生物材料的采集和制备
毒理学研究中，常常需要采集动物的血液、尿液或组织，测定外化学物或其代谢物的浓度。
因此，生物材料的采集和制备是毒理学研究重要的基本操作技术。
1．大、小鼠采血
（1）鼠尾采血。
适用于用血量较少的试验。
固定动物后，将鼠尾浸入45~50℃温水，使尾静脉充血，擦干，用酒精棉球消毒。
将尾尖剪去约2~3mm,拭去第一滴血，用血色素吸管（吸管内加抗凝剂与否，依试验需要而定）吸取定量尾血，然后用干棉球压迫止血。
如需要多次采血，可用火棉胶涂封，下次采血时去掉火绵胶。
鼠尾采血亦可用1ml注射器连接5~6号针头直接刺入尾静脉定量采血（鼠尾明显可见四条血管，上下两条为动脉，左右两条为静脉）。
（2）眼眶静脉丛采血。
操作者以左手拇指、食指抓住鼠两耳之间的皮肤，并轻压颈部两侧使眼球充分外突，眶后静脉丛充血，为防止动物窒息死亡，用力要恰当。
右手持玻璃毛细管（长7~10cm,内径1.5mm）从一侧眼内毗邻部以45度角向眼后方向刺入，捻转前进。
如无阻力可继续刺入，有阻力则抽出玻璃毛细管调整方向后再刺入，直至出血为止，小鼠大约2~3mm，大鼠大约4~5mm。
收集血液后，拔出毛吸管，用干棉球压迫止血。
本法短期内可重复采血，采血量小鼠一般为0.2~0.3ml，大鼠0.5~1ml。
（3）摘眼球采血。
保定方法同
（2）。
动物倒立，使眼球外突充血，用小镊迅速摘掉眼球，将血液滴入事先备好的容器内。
此法用于鼠类大量采血，仅使用一次。
（4）断头采血。
操作者一手握住动物，另一手持剪刀或断头钳快速断头，倒立动物将血液滴入容器，注意防止断毛落入容器中。
用于大鼠、小鼠。
（七）实验动物的处死方法
1.
颈椎脱臼法多用于小鼠，一手按住鼠头，另一手抓住鼠尾猛力向后拉，
使动物颈椎脱臼，立即死亡。
2.
断头法用于大鼠和小鼠。
保定者一手按住鼠头，另一手握住背部，露出颈部，助手持大剪刀或断头器剪断颈部，使之死亡。
此法不引起血浆皮质酮、儿茶酚胺升高，常用于血液及化学成分、组织酶测定。
3.
击打法适用于较小的动物。
抓住鼠尾、提起，用力摔打其头部，鼠痉挛后立即死亡；也可用器具击打动物头部，使其致死。
前法多用于小鼠，后法多用于大鼠和家兔。
4.
其他电击法、枪击法、微波法等。
动物处死方法多种多样，原则是根据实验需要进行选择，同时尽量消除动物在试验过程中所致的疼痛和不适，遵守动物试验的职业道德。
四、作业
注明自己小组所选择实验动物的性别、体重及编号（画图说明）；以及用专业术语描述小鼠粪便的颜色和形状。
五、注意事项
１.
对实验动物要有尊重爱护的态度，实验操作必须严肃认真，注意力高度集中。
２.
正确抓取动物，防止被咬伤；严禁乱扔小鼠；防止将小鼠掉在地上。
实验二亚硝酸盐的急性毒性观察
一、实验目的和原理
急性毒性是机体一次接触或24h内多次接触较大剂量外化学物后所引起的快速剧烈的中毒效应。
亚硝酸盐是食品毒理学中常见的一种化学毒物，通过采用不同途径对小鼠染毒，观察其对毒性的影响及亚硝酸盐急性毒性反应的特征。
二、试剂、器材及动物
亚硝酸钠溶液（10mg/mL）
托盘天平、电子天平、容量瓶、烧杯、注射器、灌胃针、鼠笼、酒精棉球
成年健康小鼠100只（雌雄各半）
三、试验方法
（一）健康动物的选择及性别鉴定
（二）动物称重
（三）亚硝酸盐溶液的配置
（四）灌胃
1．动物的禁食和复食由于外化学物质进入胃内后易受胃内容物作用而降低毒性，胃充盈时其内容物还可影响受试溶液的灌入和吸收，因此灌胃前应禁食6~10h，使动物既保持空腹状态，又不至禁食时间过长，否则动物长期饥饿会影响肝脏，进而影响实验结果。
动物灌胃后至少2~3h后才能复食，灌服油剂比水剂要求复食时间更长。
2.
灌胃液浓度和容量相同剂量的受试化学物，若给以不同浓度可能会产生不同的死亡情况。
灌服体积大小亦可影响试验结果，体积太小，太浓，可能产生局部刺激或其他损伤；体积太大，可能引起胃部机械性损伤，影响正常生理功能。
经口急性毒性试验中，常常是固
篇三：
食品毒理学实验基础
第五章食品毒理学实验基础
以科学研究为目的而进行科学饲养繁殖的动物称为实验动物。
实验动物学作为在现代科学带动崛起的一门以生命科学为主体，以医学、生物为核心的综合性独立的新兴学科，正以崭新的面貌，异乎寻常的速度，影响着整个生命科学各领域，成为生命科学研究的奠基学科和重要支撑条件，因而受到世界各国政府和科学家的重视，甚至作为衡量一个国家生物科学水平高低的标志之一。
食品毒理学的很多研究工作需要通过动物实验来进行。
使用实验动物进行科研的优点是花费人力、物力较少，时间短，易发现单因素与结果的关系，能提供大量有价值的可与人类生命活动现象相类比的资料。
在毒理学实验研究中，健康的实验动物是保证工作顺利进行和获得正确可靠的研究结果的重要条件。
食品毒理学研究外化学物对于机体（特别是人体）的有害作用及其机制。
食品毒理学研究的主要手段是动物实验。
体内试验是以实验动物为模型，最终目的是通过外化学物对实验动物的毒性反应，向人（原型）外推，以期评估外化学物对人的危害及危险性。
体外实验主要用于筛选和预测急性毒性和机制研究；人体实验和流行病学调查则可进一步深化和证实在动物实验中所得到的资料。
实际上，食品毒理学作为一门实验科学是以动物实验为中心的，食品毒理学动物实验的设计、实施、结果观察和评价是毒理学研究的基本方法。
食品毒理学试验是对化学物安全性评价的主要手段，已为各国际组织或各国的行政部门所颁布的规程或指南列为常规试验，有称为法规毒理学试验（regulatorytoo1ogytest），这类毒理学试验是以筛查和描述外来化学物的毒性为目的，属于描述毒理学范畴。
第一节食品毒理学实验的原则和局限性
一、食品毒理学实验的原则
在毒理学的试验中，有三个基本的原则。
第一个原则，化学物在实验动物产生的作用，可以外推于人。
基本假设为：
①人是最敏感的动物物种；
②人和实验动物的生物学过程包括化学物的代谢，与体重（或体表面积）相关。
这两个假设也是全部实验生物学和医学的前提。
以单位体表面积计算在人产生毒作用的剂量和实验动物通常相近似。
而以体重计算则人通常比实验动物敏感，差别可能达10倍。
因此可以利用安全系数来计算人的相对安全剂量。
已知人致癌物都对某种实验动物具有致癌性；实验动物致癌物是否都对人有致癌性，还不清楚，但这已作为动物致癌试验的基础。
一般认为，如果某一化学物对几个物种实验动物的毒性是相同的，则人的反应也可能是相似的。
第二个原则是实验动物必须暴露于高剂量，这是发现对人潜在危害的必需的和可靠的方法。
此原则是根据质反应的概念，随剂量或暴露增加，群体中效应发生率增加。
毒理学试验中，一般要设3个或3个以上剂量组，以观察剂量-反应（效应）关系，确定受试化学物引起毒效应及其毒性参数。
毒性试验的设计并不是为了证明化学品的安全性，而是为了表征化学品可能产生的毒作用。
仅仅检测受试化学物在人的暴露剂量是否引起毒效应是不够的。
当引起毒效应的最低剂量（LOAEL）与人的暴露剂量接近时，说明该化学物不安全。
当该剂量与人的暴露剂量有很大的距离（几十倍，几百倍或以上），才认为具有一定安全性，此距离越大，安全性越可靠。
如果在研究中所用的一系列的剂量不能引起毒性效应，则认为所用剂量还不足够高，应增加剂量，以确定受试化学品的毒性。
但如果在试验的最高剂量组的剂量与人可能的暴露剂量有足够的安全界限，则对于安全性评价来说未观察到毒效应的研究是可以接受的。
在毒理学试验中实验模型所需的动物总是远少于处于危险中的人群。
为了在少量动物得到有
统计学意义的可靠的结果，需要应用相对较高的剂量，以使效应发生的频率足以检测。
例如，低达0.01％的癌症发生率，这意味着在100万人群中有100人发生癌症，此发生率太高，不能为公众接受。
在实验动物直接检测如此低发生率将至少需要30000只动物。
因此，别无选择，在毒理学试验中，对相对较少的实验动物必须以较高剂量进行试验，然后根据毒理学原则外推估计低剂量暴露的危险性。
第三个原则，成年的健康（雄性和雌性未孕）实验动物和人可能的暴露途径是基本的选择。
选用成年的健康（雄性和雌性未孕）实验动物是为了使实验结果具有代表性和可重复性。
以成年的健康（雄性
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