药理实验课讲义药学专业.docx
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药理实验课讲义药学专业
药理学实验须知
一、明确药理实验的目的要求
药理学实验课是药理学教学的一个重要组成部分。
它的目的任务一方面是验证理论，巩固并加强对理论知识的理解；另一方面是通过实验掌握研究药物作用的基本操作方法和技能，培养对科学工作严肃的态度，严肃的方法和严格的要求，培养根据客观实际分析问题和解决问题的能力，为今后进行科学研究，打下初步基础，以便为实现中西医药结合作出贡献。
药理实验包括进行实验操作（有些部分可进行病例讨论）、整理实验结果写出实验报告等环节。
为了提高实验效果，实验前应作好预习，明确本次实验目的、方法步骤和原理，做到心中有数，避免实验中出现忙乱和差错。
实验过程中要在教师指导下加强培养独力操作能力，克服对教师的依赖性。
通过实验操作要求在生理生化实验的基础上掌握固定动物和各种给药方法，掌握剂量换算和麻醉方法，学会观察记录主要生理生化指标，掌握注射器、天平、磅秤、二导生理记录仪、药理生理多用仪及描记装置等用法，掌握离体心脏、肠管、子宫和在体动物血压、呼吸及各系统药物的主要实验方法。
二、作好实验结果的处理
药理实验结果有生理记录仪等记录的曲线、测量资料（如血压、心率、瞳孔大小、睡眠时间等测量的数据）和计数资料（如动物死活数、阴性和阳性反应数等数据）等几种。
要如实地准确地对观察到的数据及时加以记录，决不可想当然地用主要观想象或书本理论代替实验观察到的客观事实。
实验完毕对结果分别加以整理。
记录曲线要加以剪裁。
注明动物性别、体重、日期、实验题目、给药剂量等。
计数资料和测量资料应酌情列表或画图以便比较，使结果一目了解。
三、写好实验报告
写实验报告是培养文字表达能力和概括综合分析问题能力的重要训练方法。
每次实验后要求用统—实验报告本写好报告，交负责教师评阅。
在实验报告中要求列出实验题目、实验方法和实验结果。
有时要对实验结果产生的原理或对实验结果异常的原因略加讨论。
讨论不可离开实验结果去抄书。
实验指导所列思考题或讨论题是为加深对实验的理解，如果与实验结果无关，不必写入实验报告。
最后把实验结果加以概括性总结，写成结论。
结论不是单纯重复实验结果，也不应超过验证的范围任意外展，扩大讨论。
实验报告要求文字简练，书写工整，措词注意科学性和逻辑性。
四、遵守实验室规则
必须保持实验室肃静，严肃认真地有条不紊地进行实验，要爱护仪器，节约药品动物，防止浪费。
要保持实验室清洁整齐，实验后将仪器用具整理擦洗干净，如有损坏应报告教师。
第一部分基本知识与技术
一、动物的选择
在药理学实验中，常根据实验目的和要求选用不同的动物。
常用的动物有蛙、小鼠、大鼠、豚鼠、家兔、猫和狗等。
选用动物的根据是该动物的某一系统或器官能反映受试验药物的选择作用，并符合精简节约的原则。
同一类实验还可选不同的动物。
如离体肠管或子宫实验可选用兔、豚鼠、小鼠或大鼠，离体血管试验常选用蛙的下肢血管和兔耳血管，也可选用大鼠后肢血管及家兔主动脉条；离体心脏实验常选用蛙、兔，也可选用豚鼠；在体心脏实验可选用蛙、兔、豚鼠、猫和狗。
实验用各种动物的特点如下：
．
1．青蛙和蟾蜍：
其心脏在离体情况下，能有节奏地搏动很久，因此常用于药物对心脏作用的实验。
其坐骨神经腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、对横纹肌或对神经肌接头的作用。
2．小鼠：
适用于需大量动物的实验，如某些药物（包括抗肿瘤药）的筛选，半数致死量的测定。
小鼠也适用于避孕药的实验。
3．大鼠：
需较大体型的实验动物时选用之。
如药物的抗炎作用，常用大鼠的踝关节进行实验。
也可用大鼠直接记录血压或作胆管插管。
还常用于观察药物的亚急性和慢性毒性。
4．豚鼠：
因其对组胺敏感，并易于致敏，故常被选用于抗过敏药，如平喘药和抗组胺药的实验。
也常用于离体心房、心脏、肠管实验。
又因它对结核菌敏感，常用于抗结核病药的实验治疗研究。
5．兔：
比较容易得到，而且驯服，便于静脉注射和灌胃。
常用于观察药物对心脏的作用，脑内埋藏电极可研究药物的中枢作用。
由于兔体温变化较敏感，也常用于体温实验及热原检查；也适用于避孕药的实验。
6．猫：
猫的血压比较稳定，而兔的血压波动较大，故观察血压反应猫比兔好。
猫也常用于心血管药和镇咳药的实验。
7．狗：
是记录血压、呼吸最常用的大动物。
如降压药、升压抗休克药的实验。
狗还可以通过训练使它顺从，适用于慢性实验。
用手术做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。
在进行慢性毒性试验时，也常采用狗。
二、实验动物编号
狗、兔等大动物可用特殊的铝质号码牌固定耳上。
白色家兔和小动物可用黄色苦味酸涂于毛上标号。
如编号1—10，将小鼠背部分前肢、后肢、腰部的左、中、右部共九个区域，从右到左为1—9号，第10号不涂黄色。
三、麻醉药的选择
进行在体动物实验时，宜用清醒状态的动物，这样不但接近生理状态而且有的实验必须用清醒动物。
但在进行手术时或实验时动物挣扎，为了消除疼痛或减少由挣扎而影响实验结果，必须先用麻醉药品即用麻醉动物进行实验。
应根据不同的实验要求和不同的动物选择麻醉药。
1、局部麻醉：
以2％普鲁卡因给兔颈部皮下作浸润麻醉，可进行局部手术。
2、全身麻醉
（1）吸人麻醉：
乙醚蘸在棉球上放人玻璃罩内，利用乙醚挥发的性质，经肺泡吸收，作用快，适用于小鼠、大鼠短时间麻醉。
除去乙醚后麻醉很快恢复。
罩内麻醉时间不可太长，以免缺氧。
乙醚麻醉初期常有兴奋现象，且对呼吸道有强烈刺激性，致使呼吸道分泌增加是其缺点。
乙醚易燃爆炸，使用时应避火。
（2）注射麻醉
①戊巴比妥钠：
对巴比妥类的一种，小剂量镇静、催眠，大剂量麻醉。
因为动物麻醉作用稳定，作用持续时间适中，故一般动物麻醉均可用。
常用3％水溶液，一次给药可维持麻醉时间2—4小时，各种动物常用量如下：
狗：
iv30mg/kg。
猫、兔：
iv或ip中30—40mg／kg。
大鼠、小鼠：
ip40—50mg／kg。
②乌拉坦：
对呼吸抑制作用小，作用较弱。
兔、大鼠iv或ip1—1.25g／kg。
③氯醛糖：
对血压和神经反射影响小，适合于心血管药物实验。
本药溶解度小，常配成1％溶液应用。
狗、猫iV或ip80—100mg/kg。
．也可与戊巴比妥钠或乌拉坦合用，可减少剂量。
四、药物的剂型
在动物实验中，常用的药物剂型有：
水溶液、油溶液、乳剂和混悬液。
1．水溶液：
是最方便，最常用的剂型。
2．油溶液：
不溶于水而溶于油的药物，如挥发油、甾体化合物等，可以溶在植物油中灌胃或肌内注射。
3．乳剂：
不溶于水而溶于油的药物，除可做成油溶液外，还可先加入少量乳化剂研匀，然后慢慢加水搅拌，做成乳剂。
常用的乳化剂有吐温80，吐温60等。
吐温80等也有助溶作用，因其本身有一定药理作用，故用量不宜过大。
4．混悬液：
对不易溶于水的，特别是水或油中都不易溶解的药物，可以将药物放在助悬液中搅拌或研磨，做成混悬液。
助悬液的浓度以既能将药物悬浮，又不太粘稠为宜。
一般用1—2％西黄芪胶浆剂或1—2％羧甲基纤维素（CMC），也可用35％阿拉伯胶浆或5％煮沸淀粉做助悬剂。
但淀粉液易变质，不可久放。
五、药量单位、药物浓度及剂量换算
药物的重量以“克”为基本单位，容量以“毫升”为基本单位。
这是衡量的公制，现将公制列表如下
表1-1公制重量与容量表
单位名称
简写符号
折算
注
微克
毫克
克
千克（公斤）
毫升
升
ug（γ）
mg
g
kg
ml
l
1/1000毫克
1000微克
1000毫克
1000克
1/1000升
1000毫升
—
0.32旧市钱
2市斤
—
药物溶液的换算表
药品溶液
采用量
药量mg
百分浓度
比例浓度
10%
1%
0.1%
0.01%
0.001%
0.0001%
0.00001%
1:
10
1:
100
1:
1000
1:
10000
1:
100000
1:
1000000
1:
10000000
1ml
1ml
1ml
1ml
1ml
1ml
1ml
100
10
1
0.1
0.01
0.001
0.0001
药物浓度是指一定量液体或固体制刑中所含主药的分量。
常用以下几种表示法：
1．百分浓度：
是按照每100分溶液或固体物质中所含药物的分数来表示浓度，简写为％.由于药物或溶液的量可以用体积或重量表示，因而有三种不同的表示％浓度方法。
（1）重量／体积（W／V）法：
即每100毫升溶液中含药物的克数，如5％葡萄糖即每100毫升含葡萄糖5克。
此法最常用，不加特别注明的药物％浓度即指此法。
（2）重量／重量（W／W）法：
即每100克制剂中含药物克数，适用于固体药物，如10％氧化锌软膏100克中含氧化锌10克。
（3）体积／体积（V／V）法：
即100毫升溶液中含药物的毫升数。
适用于液体药物，如消毒用75％乙醇即100毫升中含无水乙醇75毫升，相当于W／W法75％乙醇。
2．比例浓度：
常用于表示稀溶液的浓度，例如1:
5000高锰酸钾溶液是指5，000毫升溶液中含高锰酸钾1克；1:
1000肾上腺素即0，1％肾上腺素。
3．摩尔浓度（M）：
一升溶液中所含溶质的摩尔数称为该溶液的摩尔浓度。
如0.1MNaCl溶液表示1000ml中含1molNaCl。
剂量换算：
（1）动物实验所用药物的剂量，一般按mg／kg（或g/kg）体重计算，应用时须从已知药液浓度换算出相当于每公斤体重应注射的药液量（m1），以便于给药。
例：
小鼠体重10克，腹腔注射盐酸吗啡100mg/kg，药液浓度为0.1％，应注射多少量（m1）?
计算方法：
0.1％的溶液每毫升含药物1毫克，剂量为18mg／kg，小鼠体重为18g换算成公斤为0.018公斤，故l0ml╳0．018=0.18ml。
小鼠常以mg/10g计算，换算成容积时也以ml／10g汁算较为方便。
18g重小鼠注射0.18ml，相当于0．1m1/10g，再计算给其他小鼠药量时很方便。
如20g体重小鼠，给0.2ml，以此类推。
（2）在动物实验中有时须根据药物的剂量及某种动物给药途径的药液溶量，然后配制相当的浓度以便于给药。
例：
给兔静注苯巴比妥钠30mg/kg，注射量为1ml／kg，应配制苯巴比妥钠的浓度是多少?
计算方法：
30mg/kg相当于：
1ml/kg，因此1ml药物应含30mg药物，现算成百分浓度1:
30=100:
x，x=3000mg=3g，即l00ml含3克，故应配成3％的苯巴比妥钠。
习题：
1．给体重2.2kg的兔子注射30mg／kg的尼可刹米．注射液浓度为10％，应注射多少毫升?
2．大鼠口服双氢氯噻嗪剂量为5mg／kg，规定灌胃所需药液量为2.5ml/100g应配制的浓度是多少?
3．硫喷妥钠注射剂每支0.5g，免体重1.8kg，静注硫喷妥钠剂量为100mg/kg容量为1m1／kg，该药0.5g应配成多少ml?
注射的药量是多少m1？
六、动物捉拿及固定方法
1．小鼠
右手抓住其尾，放在台上或鼠笼盖铁纱网上。
然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部皮肤。
并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上，另—抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌及小指夹住其尾巴，再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。
前一方法易学，后—方法稍难，但便于快速捉拿给药。
2．兔
用手抓起它脊背近后颈处皮肤，抓的面积越大其吃重点越分散。
如家兔肥大应再以另一手托住它的臀部，将吃重点承托手上。
将兔作仰卧时，—手仍抓住颈皮，另一手顺其腹部扶摸至膝关节，压住关节，另一人用绳带捆绑兔的四肢。
使兔腹部向上固定布兔子手术台上头部则用兔头固定夹固定。
3．大鼠以右手或持夹子抓住鼠尾，左手戴上防护手套或用厚布盖住鼠身作防护，握住其整个身体，并固定其头骨防止被咬伤，注意不要握力太大。
勿捏其颈部以免窒息致死。
根据实验需要可固定于大鼠固定笼内或用绳绑其四肢固定于大鼠手术板上。
4．豚鼠以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢夹在豚鼠头与右手拇指和食指之间，整个抓住颈胸部（不要抓得太紧以免室息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作。
5．狗
绑狗嘴法：
先将绳子绕过狗嘴，在嘴上部打一活结。
再绕到嘴下部打结，最后绕到颈后打结固定，才能避免绳子脱掉。
固定法：
急性实验时，将麻醉狗固定在于术台，四肢绑上绳带。
前肢的两条绳带在狗背后交叉，然后将对侧前肢压在绳带F面，再将绳带接紧缚在手术台边缘楔子上。
两下肢绳带随下肢平行方向拉紧，缚在手术台边缘楔子上。
头部用狗头夹或绳带扎其上颌固定之。
七、给药方法
1．蛙的皮下有数个淋巴囊，注入药物易吸收。
一般以腹淋巴囊作为给药途径。
蛙（或蟾蜍）淋巴囊注射法。
注射方法：
一手抓住蛙，固定四肢将腹部朝上，另一手取注射器，将注射器针头从蛙大腿上端刺人，经过大腿肌层人腹壁肌层再浅出人腹壁皮下进入腹淋巴束，然后注入药液。
因为针刺经过肌层，因此当拔出针头时刺口易于闭塞，可避免药液漏出。
注射量：
0.25-1.0ml／只。
2．小鼠
（1）灌胃法：
用左手仰持小鼠，使其头颈部充分伸直，但不宜抓得过紧，以免窒息。
右手拿起连有小鼠灌胃管的注射器，小心自口角插入口腔，再从舌背面紧沿上颚进入食道，注入药液。
操作时，应避免将灌胃管插入气管。
灌注液量：
0.1—0.25m1／10g。
（2）皮下注射法：
两人合作，一人一手抓住小鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。
另一人注射药物。
注射部位在背部皮下组织。
如一人操作时，左手抓鼠，右手将抽药液的注射器针头（不宜太粗，宜用5—6号针头）插入颈部皮下或腋部皮下，将药液注入。
注射量每只不超过0.5ml。
（3）肌肉注射法：
小鼠固定同上，将注射器的针头刺人小鼠后肢大腿外侧肌肉，再将药注入。
注射量：
每腿一般为0.1ml。
（4）腹腔注射法：
左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向插入。
直先刺入皮下，经2—3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。
针头插入不宜太深或太近上腹部避免刺破内脏。
注射量一般为0.1—0.25ml／10g。
（5）尾静脉注射法：
将小鼠放人特制园筒或倒置的大漏斗（或乳钵）下，将鼠尾用电灯温烤或浸入40—50℃温水中半分钟使血管扩张。
将鼠尾拉直选择一条扩张最明显的血管，用拇指及中指拉住尾尖，食指压迫尾根保持血管瘀血扩张。
用吸取好药物注射器的小注射针头（4号或5号针头）插入尾静脉内，缓慢将药液注入。
如果针头没有插入静脉，推阻力，而且局部变白，此为药液注入皮下表现，应重新穿刺。
因此尾静脉注射时必须从近尾端静脉开始，这样可以重复注射数次。
注射量：
一般为0.1—0.25m1／10g。
3.大鼠
（1）灌胃法：
左手戴防护手套握住大鼠头骨部，或同时压在桌上固定之，右手将连有注射器的塑料导管或磨平针头从其口角处插
入口腔，然后再进入食道。
避免将导管或针头插入气管。
灌注量不超过2ml／只。
（2）腹腔注射法：
同小鼠。
（3）静脉注射法：
麻醉后大鼠可从舌下静脉给药。
清醒动物则从尾静脉给药，要充分加温使尾静脉扩张，注射才易成功。
4．豚鼠
（1）灌胃法：
类似大鼠。
（2）静脉注射法：
从耳静脉注入，方法同兔耳，但注射有时较难成功。
必要时在麻醉状态下作颈外静脉或股静脉切开注入。
5．兔
（1）灌胃法
如用兔固定箱，—人可操作。
右手固定含嘴（张口器）于兔口中，左手插导尿管。
如无固定箱，需两人合作。
一人左手固定兔身及头部，右手将含嘴插入兔口腔并压在兔舌上。
另—人取合适的导尿管从含嘴中间小孔插入食道约15cm左右。
将导尿管口放入一杯水中，如不见气泡表示导尿管插入胃中。
然后将药液慢慢注入。
最后注入少量空气，使导管中残存药液全部灌入胃内，灌毕后先将导尿管慢慢抽出，再取出含嘴。
服药前实验兔要先禁食为宜。
灌胃量：
一般不超过20ml。
（2）耳静脉注射法
如两人合作，一人固定兔身，如一人操作则用兔固定箱，选用耳缘静脉，剪去粗毛，用手指轻弹耳壳，使血管扩张，以手指于一耳缘根部压住耳缘静脉，待血管明显充血后，取抽好药液的注射器，从静脉近末梢处插人血管。
如见到针头在血管内，便以手指将针头与兔耳固定之，不让针头滑动。
放开耳根静脉手指压力，即可注入药液。
如系注入血管内则通顺无阻，并可见到血液被药液冲走。
如注射在皮下则耳壳肿胀。
注射完毕，用手指按在针眼上，然后将针尖抽出，并继续用指指或加棉球按压片刻，以防出血，注射量：
0.5—2.5ml／kg。
6．狗
（1）灌胃法将木制含嘴横放在狗上下门牙后固定，将导尿管自含嘴的小孔插入食道。
将导尿管口置入水中，如无气泡，表示已插入食道；然后将药液注入，最后注入少量水，将导管中残存的药液冲入。
（2）静脉注射法
常用的注射部位是后肢小隐静脉，该血管从后肢外踝后侧走向外上侧。
也可用前肢皮下头静脉，在脚爪上方背侧正前位。
静注时先局部剪毛，一人用手抓紧腿使血液回流受阻。
此时可看出血管走向，另一人随即将药液注入静脉。
八、取血方法
1．小鼠和大鼠
（1）尾尖取血：
这种方法适用于采取小量血样，如红细胞计数、白细胞计数、血小板计数、白细胞分类计数均适用。
取血前宜先使鼠尾血管充血，室温低时可用灯照射片刻即可，然后剪去尾尖，血即自尾尖流出。
（2）球后静脉丛取血：
用左手抓住鼠的颈背部，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按于眼睛后使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛就郁血。
右手取一特制的玻璃吸管或连注射器的粗钝针头，做血象检查时可用血细胞吸管，沿着内眦眼眶后壁刺入。
穿刺时吸管应由眼内角向喉头方向前进约4—5mm，轻轻转动再缩回，血液自然进入管内，在得到所需要的血量后，抽出吸管或注射针头。
（3）心脏取血：
左手抓住鼠背及颈部皮肤，右手持住射器，在心尖搏动最明显处刺入
心室，抽出血液。
也可以上腹部刺入穿过横膈膜刺入心室取血。
动作宜轻巧，否则取血后动物可能死亡。
（4）断头取血：
如在实验结束时取血，可剪去鼠头或剪断一侧颈总动脉，收集自颈部流出的血液。
2．兔和豚鼠
（1）兔耳缘静脉取血：
局部去毛，用电灯照射加热或用酒精或二甲苯棉球涂擦，使静脉扩张，再以石蜡油涂擦耳缘，防止流出血液凝固，用粗针头将静脉刺破或刀切小口后让血自然滴入已放抗凝剂的试管中。
（2）心脏取血：
将动物仰卧，以左手拇指在胸骨一侧，食指及中指于胸骨另侧固定心脏，在心尖搏动最明显处将针与胸壁垂直刺入胸腔，当持针手感到心脏搏动时，再稍刺入即入心脏，然后抽出血液，取血时，针头宜直入直出，勿在胸腔内左右探索。
3．狗
（1）前肢皮下头静脉取血：
剪毛后，助手压迫血管上端或用橡皮带扎其上端，以左手二指固定静脉即可用注射器针头刺入取血。
（2）后肢小隐静脉取血：
血管部位已在静脉注射法中描述，取血方法同前肢皮下头静脉。
附：
药理实验设计基础知识
（一）药理实验方法
药理学的动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验两种，具体可分为亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。
按动物实验的时间长短可分为急性实验（2天以内）、亚急性实验（1—4周）和慢性实验（2-6个月或更长时间甚至整个生命期）。
急性实验法又可分为离体组织器官法和活体解剖法，如离体蛙心灌流即是离体组织器官法，胃肠运动的直接观察即是活体解剖法。
急性药理实验持续时间短暂，条件简单，容易排除其他因素干扰，并有可能对研究的对象进行直接的观察和细致的分析。
动物在实验后一般不能存活，也无须无菌条件。
亚急性及慢性实验通常需先制造动物疾病模型，即采用人工的方法使动物在一定致病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动物的组织、器官或全身的一定损伤，复制成与人类疾病相似的动物疾病模型。
然后给药观察药物的作用。
实际工作中需根据药物的作用和观察的指标选择不同的实验方法。
（二）实验设计
1.设计原则
（1）对照原则：
是使实验组和对照组（或加实验因素时和无实验因素时）的非处理因素处于相等状态，其结果是实验误差得到相应的抵消或减少。
形式上有空白对照、实验对照、标准对照、自身对照等。
（2）随机原则：
保证被研究的样本是由总体中任意抽取的，即抽取时要使每一个观察单位都有同等的机会抽取，以减少实验误差和人为因素干扰。
（3）均衡原则：
必须使实验组中的非处理因素和对照组中的非处理因素均衡一致，突出实验的处理因素，减少非处理因素对结果的影响。
（4）重复原则：
重复可消除偶然性造成的误差，样本越多，次数越多，结果越客观真实，误差越小。
但在实际中有一定的困难，因此必须对选取的样本数目有一个估计，要增强实验的敏感性来减少样本数量。
2．剂量的确定
（1）动物给药量的确定：
在观察一个药物的作用时，应该给动物多大的剂量是实验开始时应确定的一个重要问题。
剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定剂量：
①先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。
②植物药粗制剂的剂量多按生药折算。
③化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。
④确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。
如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。
在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。
所以有条件时，最好同时用几个剂量做实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。
如实验结果出现剂量与作用强度之间的关系毫无规律时，则更应慎重分析。
⑤用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的1/5—1/2，以后可根据动物的反应调整剂量。
⑥确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。
一般说确定的给药剂量是指成年动物的剂量，如是幼小动物，剂量应减少。
如以犬为例：
6个月以上的犬给药量为1份时，3—6个月的给1/2份，45—89日的给1/4份，20—44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。
⑦确定动物给药剂量时，给药途径不同，所用剂量也不同，如口服量为100时，灌肠量应为100—200，皮下注射量30-50，肌肉注射量为25-30，静脉注射量为25。
（2）实验动物用药量的计算方法：
动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每ks体重应给予的药液量（m1数），以便给药。
例1：
体重1.8kg的家兔，静脉注射20％氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少（ml）?
计算方法：
兔每kg体重需注射1g，注射液浓度为20％，则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg体重，现在兔体重为1.8kg，应注射20％氨基甲酸乙酯溶液用量：
5×1.8＝9（m1）。
例2：
给体重23g的小鼠注射盐酸吗啡15mg/kg体重，溶液浓度为0.1％，应注射多少（m1）?
计算方法：
小鼠每kg体重需吗啡的量为15mg，则0.1％盐酸吗啡溶液的注射量应为15ml/kg体重，现小鼠体重为23g，应注射0.1％盐酸吗啡溶液的用量：
15×0.023＝0.345（m1）。
（3）人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法：
人与动物之间，以及不同种类动物之间对同一药物的耐受性的差别很大。
一般说来，动物的耐受性要比人大，也就是动物单位体重的用药量比人要大。
人的各种药物的用量在很多书上可以查得，但动物用药量可查的书较少，而且动物用的药物种类远不如人用的那么多。
因此，必须将人的用药量换算成动物的用药量。
用于不同种类个体之间用药剂量换算的方法有很多种，基本原则都是根据体表面积来折算。
但是体表面积的计算公式有很多种，有些计算比较繁琐，这里不再赘述。
下面仅介绍两种常用的、简便的换算方法。
①按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量折算系数表换算：
当已知A种动物每kg体重用药量，欲估算B种动物每kg体重用药剂量时，可根据表4查出折算系数（W），再按下式计算：
B种动物的剂量（mg/kg）=W×A种动物的剂量（m
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