栓素A2和前列环素在实验性蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛中的作用.docx

栓素A2和前列环素在实验性蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛中的作用.docx

《栓素A2和前列环素在实验性蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛中的作用.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《栓素A2和前列环素在实验性蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛中的作用.docx（5页珍藏版）》请在冰豆网上搜索。

栓素A2和前列环素在实验性蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛中的作用

栓素A2和前列环素在实验性蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛中的作用

【摘要】目的:

探讨血栓素A2和前列环素在兔蛛网膜下腔出血（SAH）致脑血管痉挛中的作用。

方法:

行兔枕大池单次注血制备SAH模型，分别于注血前、注血后第1天、第4天、第7天行CTA检查，根据第4天和第7天的检查结果分为痉挛组和未痉挛组。

采兔耳缘动脉血，放射免疫法测定血栓素B2（TXB2）和前列腺素F1α的表达，计算TXB2/PGF1α比值。

结果:

未痉挛组在注血后第1天、第4天以及第7天外周血TXB2、PGF1α和TXB2/PGF1α改变不明显，与注血前比较差异均无显着性。

痉挛组外周血TXB2、PGF1α第1天升高不明显，第4天和第7天均显着升高，且TXB2较PGF1α升高幅度大，TXB2、PGF1α以及TXB2/PGF1α和注血前及未痉挛组比较差异有显着性（）。

结论:

TXA2和PGI2可能没有参与急性脑血管痉挛的发生，但在迟发性脑血管痉挛发生中可能起重要作用。

【关键词】血栓素A2脑血管痉前列环素

Abstract:

Objective:

ToexploretheeffectofTXA2andPGI2inacuteanddelayedcerebralvasospasm（CVS）aftersubarachnoidhemorrhage（SAH）.Methods:

ThirtyexperimentalSAHmodelsinrabbitswereestablishedbysingleinjectionofautologuousarterialbloodtocisternamagna.AccordingtotheresultofCTA,therabbitsweredivideintospasmgroupandunspasmgroup.TheconcentrationsofTXB2andPGF1αinperipheralbloodwereexaminatedwithradioimmunologictechniquesat1day，4and7daysafterSAH.Results:

TheconcentrationofTXB2andPGF1αinspasmgroupshowednoincreasingonthe1dayafterSAH,butsignificantlyincreasedon4and7days（）.On4and7daysafterSAHtheconcentrationofTXB2andPGF1αinspasmgrouphadsignificantdifferencewithunspasmgroup（）.Conclusion:

TXA2andPGI2mayhavenoeffectonthegenerationofacuteCVS，buttheymaypalyaroleintheoccuranceanddevelopmentofthedelayedCVSprocess.

Keywords:

thromboxaneA2；cerebralvasospasm；prostaglandins

迟发性脑血管痉挛是蛛网膜下腔出血（SAH）最严重的并发症,其发生率高达30%～66%，是SAH致死和致残的主要原因[1]，其发生机制复杂，与多种血管活性物质引起的血管舒张受损、炎症和免疫反应、机械性因素和内皮受损有关[2，3]。

血栓素A2和前列环素都是花生四烯酸的代谢产物，在正常生理状态下，TXA2与PGI2处于相对平衡状态以维持正常的血管紧张度并保持血管通畅,而TXA2与PGI2平衡的紊乱可造成血管的痉挛和闭塞。

在体内TXA2、PGI2极不稳定，自发水解成稳定的代谢产物TXB2、6-Keto-PGF1α，因此测定TXB2、6-Keto-PGF1α含量可推测TXA2和PGI2的含量。

TXB2/PGF1α平衡失调可能是引起蛛血后脑血管痉挛的重要因素。

我们通过建立枕大池单次注血制备SAH模型、多排螺旋CT血管造影判断动物SAH后脑血管痉挛发生情况，测定注血前以及注血后第1天、第4天、第7天的TXB2和PGF1α变化，探讨TXA2和PGI2在蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛发病机制中的作用。

1材料和方法

　材料日本大耳白兔30只，体重～kg，由温州医学院实验动物中心提供。

TXB2、6-Keto-PGF1α放射免疫试剂盒（购自北京301医院放免研究所）。

SN-695B型智能放免γ测量仪。

Lightspeedpro16层螺旋CT扫描仪。

　模型制备采用枕大池单次注血法[5，6]制备SAH模型。

使用戊巴比妥静脉麻醉后，于环枕交界处切开皮肤，使用18号静脉留置针穿刺枕大池，获得突破感，退出针芯可见清亮脑脊液流出，此时于耳缘动脉抽取1ml未抗凝动脉血，缓慢注射至基底动脉周围，术后庆大霉素针冲洗伤口，缝合皮肤，头低15°位15min，待动物醒后，观察进食量、肢体活动情况及自洁性，剔除神经功能严重损伤者。

　影像学观察及实验分组实验动物于注血前、注血后第1天、第4天、第7天，分别在戊巴比妥静脉麻醉下，经耳缘静脉注射造影剂，行CTA检查，测量血管直径，根据注血后第4天和第7天有无发生痉挛分为痉挛组和未痉挛组，具体按照Liszczak标准判断：

痉挛程度以/基础值×100%表示，痉挛组：

可视性管腔缩窄20%或以上；未痉挛组：

轻度血管痉挛其管腔缩窄小于20%或无痉挛征象。

　标本收集所有实验动物于注血前、注血后第1天、第4天和第7天抽取耳缘动脉血6ml，加入EDTA-Na，以4℃、3500r/min，离心后去上清，-20℃保存。

　TXB2、6-Keto-PGF1α放射免疫检查所收集标本按照TXB2、6-Keto-PGF1α放射免疫试剂盒说明书的加液步骤严格操作，以γ-放射免疫计数器测定放射值。

以对照管测定值和空白管测定值的比率做标准曲线，然后依据标准曲线和公式算出测定管的TXB2和6-Keto-PGF1α值。

　统计学处理方法以统计软件做t检验。

2结果

　CTA血管直径测量剔除神经功能严重损伤2只。

余28只在注血后第1天均发生急性血管痉挛。

但经第4天和第7天CTA检查,其中10只急性血管痉挛缓解，血管直径基本恢复正常，实验动物只在注血第1天出现食量下降，自洁性稍差等反应，之后神经功能恢复正常。

另外18只出现迟发性的血管痉挛，第4天血管痉挛达到高峰，CTA检查可见血管串珠样、断流改变，血管直径发生显着缩窄。

　　TXB2和PGI2变化未痉挛组在注血后第1天、第4天以及第7天外周血TXB2、PGF1α和TXB2/PGF1α改变不明显，与注血前比较差异均无显着性；痉挛组外周血TXB2、PGF1α第1天升高不明显，第4天和第7天TXB2、PGF1α均显着升高，且TXB2较PGF1α升高幅度大，TXB2、PGF1α以及TXB2/PGF1α和注血前及未痉挛组比较均明显升高，见表1。

3讨论

兔单次注血模型在注血后第1天均发生急性CVS，可能由注入血液的直接刺激和急性炎症反应引起。

第4天和第7天CTA检查发现，约36%未发生迟发性脑血管痉挛，结合文献报道，说明单次注血模型不能得到可靠的血管痉挛模型，需结合动物神经功能和CTA或相关检查方可确认有无迟发性脑血管痉挛发生。

PGI2由血管内皮细胞合成，具有强烈舒张局部微小血管作用，TXA2主要由血小板合成，具有强烈收缩局部微小血管作用，TXA2与PGI2平衡的紊乱可造成血管的痉挛和闭塞，加重组织损伤。

蛛血后蛛网膜下腔液中的氧合血红蛋白及其他因素可以使血管壁合成PGI2、TXA2紊乱，发生TXA2/PGI2倒置，两者平衡被破坏，从而引起血管痉挛。

TsujiT等制作犬类SAH模型测得离体基底动脉在内皮被移除后，TXA2是导致血管缩窄的主要因素。

TakeuchiH等[10]也发现SAH发生早期给予TXA2合成酶抑制剂，7d后行血管造影发现给药组基底动脉狭窄较未给药组减轻。

同样SAH7d后给药组血浆中TXB2的水平低于未给药组，血管造影证实了蛛血早期可以通过减少血浆中TXA2来延缓血管痉挛。

本实验痉挛组动物注血后第1天在急性期血管痉挛中TXB2、PGF1α和TXB2/PGF1α无明显升高，第4天出现血管痉挛高峰，基底动脉直径测量最小，同时期血浆中TXB2、PGF1α显着增高，TXB2/PGF1α出现倒置，证实TXA2和PGI2没有参与SAH后急性CVS，但在迟发性脑血管痉挛发生中可能起重要作用。

实验中相同量的动脉血制备SAH，按照CTA检查结果所示，36%动物模型未发生血管痉挛，通过检测发现痉挛组和未痉挛组兔血浆中TXB2、PGF1α在注血后第1天都无明显变化，未痉挛组在第4天、第7天仍无明显升高，而痉挛组在第4天、第7天却出现了成倍的增高，与第1天和注血前有显着差异；同时期痉挛组迟发性血管痉挛程度在第4～7天达到高峰[11]，在迟发性血管痉挛中TXB2/PGF1α不但随时间而升高，而且其增高与CTA表现的血管痉挛程度基本一致，故可以通过观察注血后第1天和以后的TXB2/PGF1α变化初步估计SAH后有无发生迟发性CVS。

【参考文献】

[1]MaybergMR.Cerebralvasospasm[J].NeurosurgClinNAm,1998,9（3）:

615-627.

TakizawaT,TadaT,KitazawaK,etal.Inflammatorycytokinecascadereleasedbyleukocytesincerebrospinalfluidaftersubarachnoidhemorrhage[J].NeurolRes,2001,23（7）:

724-730.

HendrykS,JarzabB,JoskoJ.IncreaseoftheIL-1betaandIL-6levelsinCSFinpatientswithvasospasmfollowinganeu-rysmalSAH[J].NeuroEndocrinolLett,2004,25

（1）:

141-147.

KatayamaY,ShimizuJ,SuzukiS,etal.Roleofarachidonicacidmetabolismonischemicbrainedemaandmetabolism[J].AdvNeurol,1990,52:

105-108.

ZhouML,ShiJX,ZhuJQ,et　betweenone-andtwo-hemorrhagemodelsofcerebralvasospasminrabbits[J].JNeurosciMethods,2007,159

（2）:

318-324.

王勇,钟鸣,谭显西,等.兔枕大池二次注血模型脑血管痉挛的检测方法[J].中华实验外科杂志,2007,24（3）:

375.

LiszczakTM,VarsosVG,BlackPM,et　arterialcon-strictionafterexperimentalsubarachnoidhemorrhageisas-sociatedwithbloodcomponentswiththearterialwall[J].JNeurosurg,1983,58

（1）:

18-26.

GulesI,SatohM,ClowerBR,et　ofthreeratmodelsofcerebralvasospasm[J].AmJPhysiolHeartCircPhysiol,2002,283（6）:

2551-2559.

TsujiT,CookDA.Originofthromboxane-mediatedcon-strictionduetoneuropeptidesincaninebasilarartery[J].EurJPharmacol,1994,264

（1）:

77-80.

[10]TakeuchiH,TanabeM,OkamotoH,etal.Effectsofthrom-boxanesynthetaseinhibitor（RS-5186）onexperimentally-inducedcerebralvasospasm[J].NeurolRes,1999,21（5）:

513-516.

[11]WangY,ZhongM,TanXX,et　changeofinterleukin-8geneinrabbitbasilararteryaftersubarachnoidhemorrhage[J].NeuroscienceBulletin,2007,23（3）:

151-155.