生物化学试验基本操作玻璃仪器的规格和使用吸管.docx
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生物化学试验基本操作玻璃仪器的规格和使用吸管
第二章生物化学实验基本操作
第一节玻璃仪器的规格和使用
一、吸管的使用
计量仪器的选择应根据量取液体的体积大小而定，同时要考虑量取的准确度（表2-20）。
表2-1计量仪器的选择标准
计量仪器
最佳量程
准确度
滴管
30µl至2ml
低
量筒
5-200Oml
中等
容量瓶
5-2000ml
高
滴定管
1-25ml
高
吸管/移液枪
5µl至10ml
高
微量注射器
0.5-10ml
高
天平
任何量度（取决于天平的准确度）
极高
锥形瓶/烧杯
25-500Oml
极低
吸管（吸量管）为精密计量容器，生化实验中经常使用。
（一）吸管的类型
1．移液管即单刻度吸管
（1）普通单标吸管
它的中部有一圆柱状空泡，只能量全量。
当所量取的液体自行流出后，使吸管尖端在受壁上停留3-5秒，所余少量液体不必吹出，因为其固定倾出容量已经检定。
（2）奥氏吸管
它具有一相当大的卵形空球及一短小的出口。
当将所量取的液体放出后，必须将遗留在管尖内的少量液体吹入受器内。
某些奥氏吸管带有玻璃塞。
在所有的吸管中以奥氏吸管的准确度最高，常用于定量实验。
2.吸管即多刻度吸管
（1）普通吸管
它是直筒状吸管，其上有多个刻度。
北京玻璃厂生产的吸管，1ml以下（不包括1ml）都必须把尖端遗留的液体吹入受器中，新产品都注明有“吹”字。
1ml以上（包括1ml）则不吹出尖端遗留的液体。
当液体不再流出时，应使该管尖紧靠受器内壁一段时间。
这种吸管又分为慢流速、快流速2种。
按其容量和精密度不同，慢流速吸管又分为A级与B级，快流速吸管只有B级。
使用时，A级最后停留15秒，B级最后停3秒，同时需转动吸管。
（2）莫氏吸管
总量刻度在尖端以上，卸放液体时按刻度进行。
（二）刻度吸量管移液操作
1.选取原则：
每根吸量管上有许多等分的刻度，在刻度标记有自上而下和自下而上两种，规格为0.1ml，0.2ml，0.5ml，1ml，2ml，5ml，10ml等。
在一次完成移液的前提下，应选用容积较小的吸量管，对于同一次实验中同一种试剂的移取，应选用同一支吸量管。
2．操作过程：
图2—1刻度吸量管移液操作
（1）执管：
拇指执吸量管上部，使吸量管保持垂直，食指按在管口上调节流速，刻度朝向操作者；
（2）取液：
把吸量管插入液体，用洗耳球吸取液体至所需刻度上方，移开洗耳球，迅速用食指压紧管口，然后抽离液面。
调准刻度：
用食指控制液体至所需刻度（此时液体凹面、视线和刻度应在同一水平线上）
（3）放液：
移开食指，让液体自然流入容器内。
此时，管尖应接触容器内壁，但不应插入容器的原有液体中（否则管尖会沾上容器内试剂，再移液时致使试剂交叉污染）。
待液体流尽，将最后液滴吹出或转动吸量管使其沿容器内壁流出。
（4）洗涤：
吸取血浆，尿及粘稠试剂的吸量管，用后应及时用自来水冲洗干净。
如果吸取一般试剂的吸量管，可待实验完毕后再洗。
（三）吸管使用注意事项
1．对于多刻度吸管，有刻度到尖端的和不到尖端的；有读数是从上而下的，也有读数是从下而上的。
使用时必须看清楚，以免发生差错。
2．执管时，要尽量拿上部，以食指堵住管口控制流量，刻度数字要向着自己。
3．不论使用哪一种吸管，都应以食指堵住吸管的上孔。
当从液体中取出后，特别是吸取粘性大的液体时，必须先用滤纸将管的外壁擦干。
放出所需液体时，必须使吸管尖端轻轻触及受器的内壁。
4．吸取溶液时要把吸管插入适当深度，避免吸空。
严禁用口吸取，应在管口上方用一橡皮球吸而获取溶液。
5．应根据不同的需要量选用适当的吸管。
例如吸取1.5ml溶液时，以选用2ml吸管为宜，而5ml和10ml的均不适用。
若以1ml的吸取2次，则因误差机会增多而不适宜。
6．读数时，管要垂直背对光线，眼与凹液面应在同一水平高度上。
7．吸管的洗涤:
吸管用后，要以自来水冲洗数次，晾干后，以重铬酸钾-硫酸洗液浸泡1小时以上。
如果是放入大量筒中浸泡，要注意在筒下应垫有玻璃纤维，并将吸管的尖嘴朝上。
尖嘴部分若碰破残缺，则吸量不准；上口碰破残缺，则流量不易控制；二者均不宜使用，因此要细心保管。
（四）吸管的校正
首先以分析天平称出带盖称量瓶重量，然后用洁净干燥的吸管吸取蒸馏水至刻度处，将蒸馏水移入称量瓶内，盖好盖再称其重，由前后2次的称量值求出吸管中水的重量，重复称量2-3次取其平均值。
再按水在校正温度下的相对密度求得校正体积。
二、微量可调加液管
微量可调加液管常用于吸取1ml以内的微量液体。
此管由塑料制成，具有使用方便、取液迅速、不易破损、能吸取多种样品等优点。
适用于连续取样和试液分装，目前广泛使用于临床生化检验中。
微量可调加液管一般为5档调节，其规格可根据需要选择，生化实验常选用50、100、150、200和250μl的微量可调加液管。
微量可调加液管在正式使用前，要连续按动多次，使管内空气同工作环境空气进行交换，保持管内空气工作负压恒定。
使用时将塑料吸液嘴套在加液管头上，轻轻转动，以保持密封。
垂直地握住加液管，将按钮按到第1停止点，并将吸液嘴浸入液面下2～3㎜，缓慢地放松按钮，使之复位，1～2秒钟后从液体中取出。
再将加液管移至准备好的容器内，缓慢地将按钮按到第1停止点，等待1～2秒钟后再将按钮完全按下，排出液体。
使用不同的试液应更换塑料吸液嘴。
三、量筒
量筒在准确度要求不高的情况下，用来量取相对大量的液体。
不需加热促进溶解的定性试剂可直接在量筒中配制。
量筒的规格有10ml、25ml、50ml、100ml、250ml、500ml、1000ml等多种。
四、容量瓶
容量瓶是一种较准确的容量仪器，带有磨口瓶塞，上部是细小呈圆柱形的颈部并刻有环形的刻度，下部是膨大呈壶腹状的瓶身。
使用前应检查容量瓶的瓶塞是否漏水，瓶塞应系在瓶颈上，不得任意更换。
用容量瓶配制溶液时，固体物质必须先在小烧杯中溶解或加热溶解，冷却至室温后才能转移到容量瓶中，然后加溶剂稀释至标线。
当溶剂加到快要接近标线时应停顿30秒左右，待瓶颈上部液体流下后，再小心逐滴加入，直至溶液的弯月面最低点与标线相切。
容量瓶绝不能加热或烘干。
容量瓶的规格有10ml、25ml、50ml、100ml、250ml、50ml0、1000ml等多种。
第二节玻璃和塑料仪器的清洗与干燥
一、玻璃仪器的清洗
实验中所用的玻璃仪器清洁与否，直接影响实验的结果，做生物化学实验对玻璃仪器清洁程度的要求，比一般化学实验的要求更高。
这是因为生物化学实验中蛋白质、酶、核酸等往往都是以“毫克”和“微克”计的，稍有杂质，影响就很大。
生物化学实验对许多常见的污染杂质十分敏感，如金属离子（钙、铁离子等）、去污剂和有机物等，因此玻璃仪器是否彻底清洗净就显得非常重要。
1.初用玻璃仪器的清洗
新购买的玻璃仪器表面常附着有游离的碱性物质，可先用0.5%去污剂洗刷，再用自来水洗净，然后浸泡在1%-2%盐酸溶液中过夜（不可少于4h），再用自来水冲洗，最后用无离子水冲洗2次，在100-120℃烘箱内烘干备用。
2.使用过的玻璃仪器的清洗
（1）一般玻璃仪器
试管、烧杯、锥形瓶等（包括量筒）等一般玻璃仪器，选用大小合适的毛刷，先用自来水洗刷至无污物；再沾取洗涤净稀释液或浸入洗涤净稀释液内，将器皿内外（特别是内壁）细心刷洗，用自来水冲洗干净后，蒸馏水冲洗3~2次，烤干或倒置在清洁处，干后备用。
凡洗净的玻璃器皿，不应在器壁上带有水珠，否则表示尚未洗干净，应再按上述方法重新洗涤。
若发现内壁有难以去掉的污迹，应分别试用各种洗涤剂予以清除，再重新冲洗。
（2）量器
移液管、滴定管、量瓶等量器。
使用后应立即浸泡于凉水中，勿使物质干涸。
工作完毕后用流水冲洗，去除附着的试剂、蛋白质等物质，晾干后浸泡在络酸洗液中6~4小时或过夜，再用自来水充分冲洗、最后用蒸馏水冲洗4~2次，风干备用。
3.石英和玻璃比色皿的清洗
石英和玻璃比色皿绝不可用强碱清洗，因为强碱会浸蚀抛光的比色皿。
只能用洗液或1%-2%的去污剂浸泡，然后用自来水冲洗，清洗干净的比色皿应是内外壁不挂水珠。
洗刷仪器时，应首先将手用肥皂洗净，免得手上的油污附在仪器上，增加洗刷的困难。
如仪器长久存放附有尘灰，先用清水冲去，再按要求选用洁净剂洗刷或洗涤。
如用去污粉，可先将刷子蘸上少量去污粉，把仪器内外全刷1遍，再边用水冲边刷洗至肉眼看不见有去污粉时，用自来水洗3-6次，再用蒸馏水冲3次以上。
一个洗干净的玻璃仪器，应该以挂不住水珠为度。
如仍能挂住水珠，则需要重新洗涤。
用蒸馏水冲洗时，要用顺壁冲洗方法并充分振荡，经蒸馏水冲洗后的仪器，用指示剂检查应为中性。
做痕量金属分析的玻璃仪器，使用（1:
1）-（1:
9）HN03溶液浸泡，然后进行常法洗涤。
进行荧光分析时，玻璃仪器应避免使用洗衣粉洗涤（因洗衣粉中含有荧光增白剂，会给分析结果带来误差）。
分析致癌物质时，应选用适当洗液浸泡，然后再按常法洗涤。
二、塑料器皿的清洗
聚乙烯、聚丙烯等制成的塑料器皿，在生物化学实验中已被使用得越来越多。
第一次使用塑料器皿时，可先用8mol/L尿素（用相对密度为1.19的浓盐酸调pH=1）清洗，接着依次用去离子水、1mol/LKOH和去离子水清洗，然后用10-3mol/LEDTA除去金属离子的污染，最后用去离子水彻底清洗，以后每次使用时，可只用0.5%的去污剂清洗，然后用自来水和去离子水洗净即可。
第三节溶液的混匀搅拌与过滤
一、溶液的混匀、搅拌与振荡
在生化实验中，每加入一种试剂后必须充分混匀，才能使反应充分进行；配制溶液时，必须随时搅拌或进行振荡混合。
常用的溶液混匀方法有以下3种。
1．搅拌式
适用于烧杯内溶液的混匀。
（1）搅拌使用的玻璃棒，必须两头都烧圆滑。
（2）玻璃棒的粗细长短必须与容器的大小和所配制的溶液的量呈适当比例关系。
不能用长而粗的玻璃棒去搅拌小离心管中的少量溶液。
（3）搅拌时，尽量使玻璃棒沿着器壁运动，不搅入空气，不使溶液飞溅。
（4）倾入液体时，必须沿壁器慢慢倾入，以免大量空气混入。
倾倒表面张力低的液体（如蛋白质溶液）时，更须缓慢仔细。
（5）研磨配制溶胶溶液时，要使杵棒沿着研钵的单方向进行，不要来回研磨。
2.旋转式
适用于锥形瓶、容量瓶、大试管内溶液的混匀。
（1）振荡混合小离心管中液体时，可将离心管拿在手中，以手腕或肩作轴旋转离心管；手指持管的松紧要适合振动的幅度。
还可以把双手掌心相对合拢，夹住离心管，来回搓动。
（2）振荡溶液时，应沿着园圈转动容器，不应上下振荡。
（3）在容量瓶中混合溶液时，应倒持容量瓶摇动，用食指或手心顶住瓶塞，并不断翻转容量瓶。
（4）在分液漏斗中振荡液体时，应用一手在适当斜度下倒持漏斗，用食指或手心顶住瓶塞，并用另一只手控制活塞。
一边振荡，一边打开活塞，使气体可以随时从漏斗排出。
3.弹打式
适用于离心管、小试管内溶液较多不易作振摇时的混匀。
在离心管中混合液体时，可由一手持离心管上端，另一手手指轻拨试管底部，使管内液体作旋转流动；也可用一手拇指和食指持管的上端，用其余3个手指弹动离心管、小试管。
4.振摇式适用试管内少量液体的混匀。
5.倒转式适用于具塞试管内有较多液体时以及容量瓶内液体的混匀。
二、溶液的过滤
常用的溶液过滤的方法有以下几种：
1.普通漏斗过滤
此法最为简便和常用。
过滤时先将滤纸对折叠成四层，放在漏斗中，滤纸的上缘应略低于漏斗边缘并与漏斗壁完全吻合，不留缝隙。
向漏斗内加液时，要用玻棒引导不能过快倒入，液面不能超过滤纸的上缘。
2.布氏漏斗抽滤
此法可加速过滤，并使沉淀抽吸得较干燥。
但不宜过滤胶体沉淀和颗粒太小的沉淀，因为胶体沉淀易穿透滤纸，颗粒太小的沉淀易在滤纸上形成一层密实的沉淀，溶液不易透过。
过滤时用循环水真空泵使吸滤瓶内减压，由于瓶内与布氏漏斗液面上形成压力差，因而加快了过滤速度。
第四节实验样品的制备
在生物化学实验中，无论是分析组织中各种物质含量或是探究组织中物质代谢过程，都需要利用特定生物样品。
由于实验的特殊要求，往往需要将获得的样品先作适当处理。
掌握实验样品的正确处理与制备方法是做好生物化学实验的先决条件。
一、血液样品
1.全血
实验用的全血是指抗凝全血。
取清洁干燥的试管或其他容器，收集人或动物的新鲜血液，立即与适量的抗凝剂充分混合。
取得的全血如不立即使用，应置冰箱中储存。
常用的抗凝剂有柠檬酸盐、草酸盐、氟化钠、肝素等，可根据实验要求而定。
通常先将抗凝剂配成水溶液，按所取血量需要加到试管或其他合适的容器中，横放，在100℃以下烘干（肝素不宜超过300C），则抗凝剂在管壁上形成一层薄膜，使用时较为方便，效果也好。
2.血浆
抗凝全血经离心机离心，则血细胞下沉，上清液即为血浆。
用血浆分析必须严格防止溶血，故在采血时所用的取血容器包括注射器、针头与试管必须干燥、清洁。
取出血液也不能剧烈振摇，最好使用一次性注射器与试管，可防止医院内感染和有利于废物的处理。
3.血清
收集不加抗凝剂的血液，在室温下自行凝固，通常经3小时后血块收缩析出血清。
为促使血清分离，可离心分离，这样可缩短时间，并取得较多的血清。
制备血清也要防止溶血，一方面器具要干燥，另一方面，血块收缩后，及早分离出血清，因为放置过久，血块中的血细胞可能溶血。
4.无蛋白血滤液
许多生物化学分析需避免蛋白质的干扰，常用蛋白质沉淀剂将其中的蛋白质去除，制成无蛋白血滤液，再进行分析。
如尿酸、肌酸等物质的测定。
常用的蛋白质沉淀剂有：
钨酸、三氯醋酸、硫酸锌及高氯酸等，可根据不同的需要而加以选择。
二、尿液样本
对尿液标本进行分析一般定性实验只需收集一次尿液，但定量实验应收集24小时尿液混合后取样。
24小时尿液收集的方法通常在早晨一定时间排出残余尿弃去，以后每次尿都收集于清洁有盖容器中，到第二天早晨同一时间收集最后一次尿即为24小时尿。
为防止尿液变质，须加入不影响实验的防腐剂，防腐剂应在收集第一次尿时同时加入。
常用的防腐剂有甲苯、盐酸等，用量为5ml/L。
尿液样本收集后应立即分析，如不能及时分析，应将留取的尿液置400C冰箱中保存。
三、组织样本
离体不久的组织，在适宜的温度及PH等条件下，可以进行一定程度的新陈代谢。
因此，在生物化学实验中，常利用离体组织研究各种物质代谢的途径与酶系的作用，也可以从组织中提取各种代谢物或酶进行研究。
1.组织匀浆 新鲜组织称取重量后剪碎，加入适当的匀浆制备液，用高速电动匀浆器或用玻璃匀浆器打碎组织制成组织匀浆。
常用的匀浆制备液有生理盐水、缓冲液、Krebs-Ringer氏溶液及0.25M蔗糖等，可根据实验的不同要求，加以选择。
2.组织浸出液 将上法制成的组织匀浆离心，其上清液即为组织浸出液。
第五节生物化学常用缓冲液
一、常用缓冲液
由一定物质所组成的溶液，在加入一定量的酸或碱时，其氢离子浓度几乎不变，此种溶液称为缓冲溶液，这种作用称为缓冲作用，其溶液内所含物质称为缓冲剂。
缓冲溶液通常是一种弱酸及其共轭基团的混合物。
生物化学常用缓冲液有以下几种：
1.磷酸盐缓冲液
磷酸盐（H2P04-和HP042-）是生物化学研究中使用最广泛的一种缓冲剂,由于它们是二级解离，有2个pKa值，所以用它们配制的缓冲液，pH范围最宽。
酸性缓冲液：
用H2P04-，pH值为1～4。
中性缓冲液：
用混合的两种磷酸盐，pH值为6～8。
碱性缓冲液：
用HP042-，pH值为10～12。
磷酸盐缓冲液的优点为：
①容易配制成各种浓度的缓冲液；②适用的pH范围宽；③pH受温度的影响小；④缓冲液稀释后pH变化小，如稀释10倍后pH的变化小于O.1。
其缺点为：
①易与常见的钙Ca2+、Mg2+离子以及重金属离子缔合生成沉淀；②会抑制某些生物化学过程，如对某些酶的催化会产生某种程度的抑制作用。
2．Tris缓冲液
Tris缓冲液在生物化学研究中多用于电泳缓冲液。
SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳中都使用Tris缓冲液，而很少再用磷酸盐缓冲液。
Tris缓冲液的常用有效pH范围是在“中性”范围，例如：
Tris—HCI缓冲液：
pH值为7.5～8.5
Tris-磷酸盐缓冲液：
pH值为5.O～9.0
Tris—HCI缓冲液的优点是：
①因为Tris的碱性较强，所以可以只用这一种缓冲体系，配制pH范围由酸性到碱性的大范围pH值的缓冲液；②对生物化学过程干扰很小，不与钙、镁离子及重金属离子发生沉淀。
其缺点是：
①缓冲液的pH值受溶液浓度影响较大，缓冲液稀释l0倍，pH值的变化大于0.1；②温度效应大，温度变化对缓冲液pH值的影响很大，例如：
4℃时缓冲液的pH值为8.4，则37℃时的pH值为7.4，所以一定要在使用温度下进行配制，室温下配制的Tris—HCl缓冲液不能低于0～4℃；③易吸收空气中的CO2,所以配制的缓冲液要盖严密封；④此缓冲液对某些pH电极发生一定的干扰作用，所以要使用与Tris溶液具有兼容性的电极。
3．有机酸缓冲液
这一类缓冲液多数是用羧酸与它们的盐配制而成，pH值范围为酸性，即pH值为3.0～6.0，最常用的是甲酸—甲酸盐缓冲液、乙酸—乙酸钠和柠檬酸—柠檬酸钠缓冲体系。
有机酸缓冲液的缺点是：
①所有这些羧酸都是天然的代谢产物，因而对生化反应过程可能发生干扰作用；②柠檬酸盐和琥珀酸盐可以和过渡金属离子（Fe3+、Zn2+、Mg2+等）结合而使缓冲液受到干扰；③这类缓冲液易与Ca2+离子结合，所以样品中有Ca2+离子时，不能用这类缓冲液。
4．硼酸盐缓冲液
常用的有效pH范围是：
pH值为8.5～10.0，因而它是碱性范围内最常用的缓冲液，其优点是配制方便，只使用一种试剂，缺点是能与很多代谢产物形成络合物，尤其是能与糖类的羟基反应生成稳定的复合物而使缓冲液受到干扰。
5．氨基酸缓冲液
此缓冲液使用的范围宽，可用于pH值为2.0～11.0，最常用的有甘氨酸—HCl缓冲液：
pH值为2.0～5.0；甘氨酸—NaOH缓冲液：
pH值为8.O～11.0；甘氨酸-Tris缓冲液：
pH值为8.0～11.0。
此类缓冲体系的优点是：
为细胞组分和各种提取液提供更接近的天然环境。
其缺点是①与羧酸盐和磷酸盐缓冲体系相似，也会干扰某些生物化学反应过程；②试剂的价格较高。
二、缓冲溶液的选择
选择缓冲液时，要了解它的使用范围。
枸橼酸盐缓冲液和磷酸盐缓冲液很容易形成难溶的二价阳离子复合物，磷酸盐可作为底物、某些酶的抑制剂或活化剂。
这2种缓冲液都具有阳离子，如Na+或K+。
Tris常常对生物体有毒，其具有高度脂溶性，能从完整细胞和分离的细胞器中穿过，使电子传递解偶联。
此外，Tris容易受温度影响，当温度从4℃升到37℃时，其H+的浓度增加10倍。
用于生物学实验的理想缓冲剂应具有以下特点:
①不能透过生物膜；②具有生物学稳定性，且不干扰新陈代谢和生物学过程；③对紫外线和可见光无明显吸收；④离子成分或盐浓度对实验的影响较小；⑤温度对其pH的影响极小。
选择了合适的缓冲液后，需要将溶液调节到所需要的pH，必须考虑2个因素:
①达到准确pH所需酸和共轭碱的比例；②缓冲液的需要量，缓冲能力依赖于酸和碱的绝对数量及其相对比例。
对于传统的缓冲液，习惯上采用把酸性和碱性母液按比例混合的方法得到所需的pHo对于具有两性离子的酸来说，通常是把它先加入到水中，然后加入一定量的强碱或强酸调解pH到所需。
也可以通过滴加酸或碱，用pH计检测pH，直到pH准确为止。
三、pH值的测定
测定溶液pH值通常有两种方法。
1．pH试纸法
最简便但较粗略的方法是用pH试纸，其分为广泛和精密pH试纸两种。
广泛pH试纸的变色范围是pH值为1～14、6～8、9～14等，只能粗略确定溶液的pH值。
另一种是精密PH试纸，可以较精确地测定溶液的pH值，其变色范围是2～3个PH单位并可以通过不同指示剂进行比对，例如有pH值为4.0～7.0、8.0～10.0等多种，可根据待测溶液的酸、碱性选用某一范围的试纸。
测定的方法是将试纸条剪成小块，用镊子夹一小块试纸（不可用手拿．以免污染试纸），用玻璃棒蘸少许溶液与试纸接触，试纸变色后与色阶板对照，估读出所测pH值。
切不可将试纸直接放入溶液中，以免污染样品溶液。
也可将试纸块放在白色点滴板上观察和估测．试纸要存放在有盖的容器中，以免受到实验室内各种气体的污染。
2．pH计法
精确测定溶液pH值要使用pH计，其精确度可达0.005个pH单位，关键是要正确选用和校对pH电极。
过去是使用两个电极，即玻璃电极和参比电极，目前已被淘汰，被两种电极合一的复合电极所代替，即将它们共同组装在一根玻璃管或塑料管内，下端玻璃泡处有保护罩，使用十分方便，尤其是便于测定少量液体的pH值。
使用时应注意：
（1）经常检查电极内的4mol／LKCl溶液的液面，如液面过低则应补充4mol／L的KCl溶液。
（2）玻璃泡极易破碎，使用时必须极为小心。
（3）复合电极长期不用，可浸泡在2mol／L的KCl溶液中，平时可浸泡在无离子水或缓冲溶液中，使用时取出，用蒸馏水冲洗玻璃泡部分，然后用吸水纸吸干余水，将电极浸入待测溶液中，稍加搅拌，读数时电极应静止不动，以免数字跳动不稳定，
（4）使用时复合电极的玻璃泡和半透膜小孔要浸入到溶液中。
（5）使用前要用标准缓冲液校正电极，常用的3种标准缓冲液pH值4．00、6．88和9．23（20℃），精度为士0．002pH单位。
校正时先将电极放入6．88的标准缓冲液中，用pH计上的“标准”旋钮校正pH读数，然后取出电极洗净，再放人pH值为4．00或9．23的标准缓冲液中，用“斜率”旋钮校正pH读数，如此反复多次，直至二点校正正确，再用第三种标准缓冲液检查。
现在，有的pH计可以自动校正，按“yes”确定即可，标准缓冲液不用时应冷藏。
（6）电极的玻璃泡容易被污染。
若测定浓蛋白质溶液的pH值时，玻璃泡表面会覆盖一层蛋白质膜，不易洗净而干扰测定，此时可用0.1mol/L的HCl和lmg／ml胃蛋白酶溶液浸泡过夜。
若被油脂污染，可用丙酮浸泡。
若电极保存时间过长，校正数值不准时，可将电极放入2mol／L的KCI溶液中，40℃加热1h以上，进行电极活化。
（7）溶液pH值取决于溶液中的离子活度而不是浓度，只有在很稀的溶液中，离子的活度才与其浓度相等。
生化实验中经常配制比使用浓度高10倍的“贮液”，使用时再稀释到所需浓度，由于浓度变化很大，溶液pH会有变化，因而，稀释后仍需对其pH进行调整。
（8）有的缓冲液（如“Tris”）的pH值受温度影响很大，所以配制和使用都要在同一温度下进行。
第六节生物化学实验室常用仪器的使用
一、移液枪
移液枪在生化实验中大量被使用，它们主要用于量取少量或微量的液体，可多次重复地快速定量移液，并只用1只手操作，十分方便。
移液的准确度（即容量误差）为±（0.5％-1.5％），移液的精密度（即重复性误差）更小些，≤0.5％。
移液枪可分为2种:
一种是固定容量的，常用的有100µl等多种规格。
每种移液枪都有其专用的聚丙烯塑料枪头（吸头），枪头通常是一次性使用，当然也可以超声清洗后重复使用，此种枪头还可以进行121℃高温、高压灭菌。
另一种是可调容量的移液枪，常用的有200µl、500µl和1000µl等几种。
图2—2可调移液器（移液枪）
A：
按钮（拇指钮）B：
把手C：
手柄D：
按钮杆
E：
卸尖器F：
显示窗G：
卸尖器环H：
吸头
注：
推动按钮内部的活塞分2段行程：
第一档为吸液，第二档为放液，手感十分清楚。
（一）移液枪的操作方法
1.量程的调
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