实验一大肠杆菌DNA的提取写写帮推荐修改版.docx

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实验一大肠杆菌DNA的提取写写帮推荐修改版

第一篇：

实验一大肠杆菌DNA的提取（写写帮推荐）

大肠杆菌总DNA的提取

实验原理：

本实验利用溶菌酶和碱裂解液SDS使细胞壁破坏，利用氯仿抽提的方法去除蛋白质，得到的DNA溶液利用乙醇将DNA沉淀下来。

实验目的：

1.掌握DNA提取的原理和方法；

2.掌握琼脂糖凝胶电泳检测DNA的方法实验材料：

1.实验菌株：

大肠杆菌

2.试剂：

TE溶液：

Tris•HCl10mM，EDTA1mM，pH8.0，

20%SDS：

溶菌酶（50mg/ml）

5MNaCl

氯仿：

异戊醇（24：

1v/v）

无水乙醇

0.8%琼脂糖

TAE电泳缓冲液仪器：

离心机，电泳仪实验步骤：

1）取1.5ml培养好的大肠杆菌培养液与离心管中，7,000rpm离心5min，弃上清；2）加入500ulTE溶液洗涤菌体7,000rpm离心5min，弃上清；

3）用360ulTE溶液悬浮菌体，加入20ul溶菌酶（50mg/ml），37°C保温30min；4）加入40ul20%SDS使其终浓度为2%，60°C水浴30min。

5）加入110ul5M高氯酸钠使其终浓度为1M，充分混匀；

6）加入等体积氯仿：

异戊醇（24：

1v/v），充分混匀，4°C12,000rpm离心15min，吸取上清于一新离心管中；

7）加入2倍体积的无水乙醇，混匀后12000rpm离心10min；8）弃上清，离心管在空气中自然晾干；9）加入30-40ulTE溶解DNA；

10）取3-5ulDNA溶液，琼脂糖电泳检测。

第二篇：

实验四植物DNA的提取[定稿]

实验四

植物DNA的提取

一、实验目的

掌握CTAB法从植物叶片提取DNA的原理和方法。

采用CTAB法从植物叶片中提取基因组DNA，并进行纯度分析。

二、实验原理

1、核酸提取的基本原理

核酸是生物有机体中的重要成分，在生物体中核酸常与蛋白质结合在一起，以核蛋白的形式存在。

核酸分为脱氧核糖核酸（DNA）和核糖核酸（RNA）两大类，在真核细胞中，前者主要存在于细胞核中，后者主要存在于细胞质及核仁里。

在制备核酸时，通过研磨破坏细胞壁和细胞膜，使核蛋白被释放出来。

在浓氯化钠溶液（1～2mol／L）中，DNA核蛋白的溶解度很大，RNA核蛋白的溶解度很小；而在稀氯化钠溶液（0.14mol／L）中，DNA核蛋白的溶解度很小，RNA核蛋白的溶解度很大。

因此，可利用不同浓度的氯化钠溶液将DNA核蛋白和RNA核蛋白从样品中分别抽提出来。

分离得到核蛋白后，需进一步将蛋白等杂质除去，常采用的去除蛋白的方法有3种：

①用含异戊醇的氯仿振荡核蛋白溶液，使其乳化，然后离心除去变性蛋白质，此时蛋白质凝胶停留在水相和氯仿相中间，而DNA溶于上层水相。

用两倍体积的无水乙醇溶液将DNA钠盐沉淀出来。

如果用酸性乙醇或冰乙酸来沉淀，得到的是游离的DNA。

②用十二烷基硫酸钠（SDS）等去污剂使蛋白质变性，与核酸分离，从而从材料中直接提取出DNA。

③用苯酚处理，然后离心分层，DNA溶于上层水相，蛋白变性后则停留在酚层内。

吸出上面水层，加两倍体积的无水乙醇溶液，得到白色纤维状DNA沉淀。

反复使用上述方法多次处理DNA核蛋白溶液，就能将蛋白等杂质较彻底地除去，得到较纯的DNA制品。

为了彻底除去DNA制品中混杂的RNA，可用RNA酶处理。

生物材料中含有的脂肪物质和大部分的多糖，在用盐溶液分离核蛋白和用乙醇或异丙醇分级沉淀时即被除去。

在DNA提取、制备的过程中，核酸极不稳定，许多因素可破坏其完整结构：

①化学因素，核酸的结构在pH值4.0～11.0间较稳定，pH值在此范围外就会使核酸变性降解，故制备过程应避免过酸过碱。

②物理因素，DNA分子链很长，是双螺旋结构，既有一定的柔性，又有一定的刚性，故强机械作用如剧烈搅拌会令DNA分子断裂，不利于收集，应加以避免。

③酶的作用，细胞中普遍存在的核酸酶在细胞壁或膜遭到破坏时被释放出来，它会降解DNA分子。

故须用酶的变性剂、抑制剂使之失活。

操作过程最好在低温（0℃左右）下进行。

常用的酶抑制剂有柠檬酸盐、氟化物、砷酸盐、乙二胺四乙酸盐、（ETDA-Na）等。

SDS和苯酚作为蛋白变性剂，同时可使核酸酶被破坏而失活。

2、CTAB法和SDS法的提取原理

（1）CTAB法是一种快速简便的提取植物总DNA的方法.。

CTAB（十六烷基三甲基溴化铵）是一种阳离子型去污剂，它不仅能使蛋白质变性，而且还能与核酸形成特异的核酸-CTAB复合物，这种复合物溶于高盐缓冲液（≥0.7MNaCl），降低盐浓度，通过超速离心能选择性地沉淀核酸，并与多糖等可溶性杂质分开，CTAB-核酸复合物再用70-75%乙醇浸泡可脱掉CTAB。

提取时先将新鲜的叶片在液氮中研磨，破碎其细胞，然后加入CTAB分离缓冲液，将DNA溶解出来，再经氯仿－异戊醇抽提除去蛋白质，最后通过异丙醇沉淀或低盐离心得到DNA。

（2）SDS法也是提取植物DNA的常用方法。

先将新鲜的叶片在液氮中研磨以机械力破本碎细胞壁，然后加入SDS使细胞膜破裂，并同时将蛋白质和多糖等杂质与核酸分开。

加入KAc可使SDS—蛋白质复合物转变为溶解度更小的钾盐形式，使沉淀更加完全。

3、DNA的浓度测定和纯度分析

（1）定磷法：

是对样品中核酸（DNA和RNA）含量的准确定量。

将样品中的核酸用强酸（硫酸或高氯酸）消化成无机磷，然后用定磷试剂对生成的无机磷酸进行滴定。

定磷试剂是酸性钼酸铵溶液，钼酸铵能与无机磷酸定量结合成磷钼酸络合物，该络合物能被抗坏血酸等还原剂还原成兰色的钼蓝，在660nm处有最大光吸收。

（2）紫外光吸收法：

核酸及其衍生物的紫外吸收高峰在260nm。

1ug/mL的DNA溶液A260=0.020，1ug/mL的RNA溶液或单链DNA的A260=0.022~0.024。

1个A260相当于50ug/mL的DNA、40ug/mL的RNA。

蛋白质的最大吸收在280nm，多糖的最大吸收在230nm。

纯的DNA的A260/A280在1.8左右，纯的RNA的A260/A280在2.0左右。

三、试剂和器材：

（1）1MTris-cl（pH8.0）：

Trisl21.1g溶于蒸馏水，用浓HCl调至pH8.0以蒸馏水定容至1000ml

（2）CTAB分离缓冲液：

2gCTAB，8.18gNaCL，0.74gEDTA.Na2.2H2O，10mL1mol/L的Tris-HCL（pH8.0），0.2mL巯基乙醇，加水定容到100mL。

（3）洗涤缓冲液（70%乙醇，10mmol/L乙酸铵）：

70mL无水乙醇，0.077g乙酸铵，加水到100mL。

（4）TE缓冲液：

10mmol/LTris-HCL（pH7.4），1mmol/LEDTA（5）氯仿:

异戊醇=24:

1（6）液氮

（7）研钵，恒温水浴（37～100℃），离心机，离心管。

四、操作方法：

（1）将10mlCTAB分离缓冲液加入50ml离心管中，置于65℃水浴中预热。

（2）称取1.5g叶片，置于预冷的研钵中，倒入液氮，尽快将叶片研碎。

（3）取1g粉末直接加入预热的CTAB分离缓冲液中，轻轻转动使之混匀。

（4）样品于65℃保温30分钟，每5～10分钟混匀一次。

（5）加等体积（10ml）的氯仿－异戊醇，轻轻颠倒混匀。

（6）室温下4000r/min离心10分钟。

（7）用胶头滴管将上层水相吸入另一干净的离心管中（注意不要吸动悬浮的细胞碎片和中间白色的蛋白质层），向离心管中加入2/3体积的异丙醇，轻轻混匀，使DNA析出。

（有些情况下，这一步可以产生云雾状的DNA析出，如果看不到云雾状的DNA，样品则可以在冰浴中放置数小时甚至过夜）。

（8）用下述方法收集DNA：

如果呈云雾状的DNA析出，则用玻璃棒在云雾状的DNA中轻轻转动，缠起DNA，然后将玻璃棒转移至20mL洗涤缓冲液中浸泡洗涤10分钟（不要将DNA沉淀从玻璃棒上弄掉）。

如果看不到云雾状的DNA，可将离心管在4000r/min离心5分钟，小心地倒掉上清液，在松散的沉淀上加20mL洗涤缓冲液，轻轻转动离心管，洗涤核酸沉淀10分钟，然后离心，小心地倒掉上清液，让DNA沉淀自然干燥20分钟。

（9）用玻璃棒缠出DNA，在室温下使DNA自然干燥20分钟。

（10）

将自然干燥的DNA溶于1mLTE缓冲液中，—20℃保存备用。

（11）

取100uL稀释20倍，测定A260，A280，A230，或作出吸收波谱200~400nm并计算浓度和得率。

（12）

取5~10uLDNA溶液做0.7%的琼脂糖电泳，检查DNA的大小和质量，以λ-DNA/HindⅢ做分子量标准，另取5uL做限制性酶切。

注意；所有操作均须温和，避免剧烈震荡。

五、思考题

1、CTAB、EDTA、巯基乙醇的作用是什么？

2、吸取样品、抽提、及电泳时应注意什么？

为什么？

第三篇：

dna提取原理

dna提取原理

1．溶液I—溶菌液：

溶菌酶：

它是糖苷水解酶，能水解菌体细胞壁的主要化学成分肽聚糖中的β-1,4糖苷键，因而具有溶菌的作用。

当溶液中pH小于8时，溶菌酶作用受到抑制。

葡萄糖：

增加溶液的粘度，维持渗透压，防止DNA受机械剪切力作用而降解。

EDTA：

（1）螯合Mg2＋、Ca2＋等金属离子，抑制脱氧核糖核酸酶对DNA的降解作用（DNase作用时需要一定的金属离子作辅基）;

（2）EDTA的存在，有利于溶菌酶的作用，因为溶菌酶的反应要求有较低的离子强度的环境。

2．溶液II－

NaOH－SDS液：

NaOH：

核酸在pH大于5，小于9的溶液中，是稳定的。

但当pH＞12或pH＜3时，就会引起双链之间氢键的解离而变性。

在溶液II中的NaOH浓度为0.2mo1／L，加抽提液时，该系统的pH就高达12.6，因而促使染色体DNA与质粒DNA的变性。

SDS：

SDS是离子型表面活性剂。

它主要功能有：

（1）溶解细胞膜上的脂质与蛋白，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜。

（2）解聚细胞中的核蛋白。

（3）SDS能与蛋白质结合成为R-O-SO3-…R＋-蛋白质的复合物，使蛋白质变性而沉淀下来。

但是SDS能抑制核糖核酸酶的作用，所以在以后的提取过程中，必须把它去除干净，防止在下一步操作中（用RNase去除RNA时）受到干扰。

3.溶液III—

3mol／LNaAc（pH4.8）溶液：

NaAc的水溶液呈碱性，为了调节pH至4.8，必须加入大量的冰醋酸。

所以该溶液实际上是NaAc-HAc的缓冲液。

用pH4.8的NaAc溶液是为了把pH12.6的抽提液，调回pH至中性，使变性的质粒DNA能够复性，并能稳定存在。

而高盐的3mol／LNaAc有利于变性的大分子染色体DNA、RNA以及SDS-蛋白复合物凝聚而沉淀之。

前者是因为中和核酸上的电荷，减少相斥力而互相聚合，后者是因为钠盐与SDS－蛋白复合物作用后，能形成较小的钠盐形式复合物，使沉淀更完全。

4．为什么用无水乙醇沉淀DNA？

用无水乙醇沉淀DNA，这是实验中最常用的沉淀DNA的方法。

乙醇的优点是可以任意比和水相混溶，乙醇与核酸不会起任何化学反应，对DNA很安全，因此是理想的沉淀剂。

DNA溶液是DNA以水合状态稳定存在，当加入乙醇时，乙醇会夺去DNA周围的水分子，使DNA失水而易于聚合。

一般实验中，是加2倍体积的无水乙醇与DNA相混合，其乙醇的最终含量占67％左右。

因而也可改用95％乙醇来替代无水乙醇（因为无水乙醇的价格远远比95％乙醇昂贵）。

但是加95％的乙醇使总体积增大，而DNA在溶液中有一定程度的溶解，因而DNA损失也增大，尤其用多次乙醇沉淀时，就会影响收得率。

折中的做法是初次沉淀DNA时可用95％乙醇代替无水乙酵，最后的沉淀步骤要使用无水乙醇。

也可以用0.6倍体积的异丙醇选择性沉淀DNA。

一般在室温下放置15－30分钟即可。

5．在用乙醇沉淀DNA时，为什么一定要加NaAc或NaCl至最终浓度达0.1～0.25mol/L？

在pH为8左右的溶液中，DNA分子是带负电荷的，加一定浓度的NaAc或NaCl，使Na+中和DNA分子上的负电荷，减少DNA分子之间的同性电荷相斥力，易于互相聚合而形成DNA钠盐沉淀，当加入的盐溶液浓度太低时，只有部分DNA形成DNA钠盐而聚合，这样就造成DNA沉淀不完全，当加入的盐溶液浓度太高时，其效果也不好。

在沉淀的DNA中，由于过多的盐杂质存在，影响DNA的酶切等反应，必须要进行洗涤或重沉淀。

6．加核糖核酸酶降解核糖核酸后，为什么再要用SDS与KAc来处理？

加进去的RNase本身是一种蛋白质，为了纯化DNA，又必须去除之，加SDS可使它们成为SDS-蛋白复合物沉淀，再加KAc使这些复合物转变为溶解度更小的钾盐形式的SDS-蛋白质复合物，使沉淀更加完全。

也可用饱和酚、氯仿抽提再沉淀，去除RNase。

在溶液中，有人以KAc代替NaAc，也可以收到较好效果。

7．为什么在保存或抽提DNA过程中，一般采用TE缓冲液？

在基因操作实验中，选择缓冲液的主要原则是考虑DNA的稳定性及缓冲液成分不产生干扰作用。

磷酸盐缓冲系统（pKa＝7.2）和硼酸系统（pKa=9.24）等虽然也都符合细胞内环境的生理范围（pH），可作DNA的保存液，但在转化实验时，磷酸根离子的种类及数量将与Ca2＋产生Ca3（PO4）2沉淀；在DNA反应时，不同的酶对辅助因子的种类及数量要求不同，有的要求高离子浓度，有的则要求低盐浓度，采用Tris-HCl（pKa=8.0）的缓冲系统，由于缓冲液是TrisH+/Tris，不存在金属离子的干扰作用，故在提取或保存DNA时，大都采用Tris-HCl系统，而TE缓冲液中的EDTA更能稳

酚氯仿法提取DNA的原理

用酚抽提细胞DNA时，有什么作用？

使蛋白质变性，同时抑制了DNase的降解作用。

用苯酚处理匀浆液时，由于蛋白与DNA联结键已断，蛋白分子表面又含有很多极性基团与苯酚相似相溶。

蛋白分子溶于酚相，而DNA溶于水相。

使用酚的优点：

1.有效变性蛋白质；2.抑制了DNase的降解作用。

缺点：

1.能溶解10-15%的水，从而溶解一部分poly（A）RNA。

2.不能完全抑制RNase的活性。

氯仿的作用？

氯仿：

克服酚的缺点；加速有机相与液相分层。

最后用氯仿抽提：

去除核酸溶液中的迹量酚。

（酚易溶于氯仿中）

用酚－氯仿抽提细胞基因组DNA时，通常要在酚-氯仿中加少许异戊醇，为什么？

异戊醇：

减少蛋白质变性操作过程中产生的气泡。

异戊醇可以降低表面张力，从而减少气泡产生。

另外，异戊醇有助于分相，使离心后的上层含DNA的水相、中间的变性蛋白相及下层有机溶剂相维持稳定。

用乙醇沉淀DNA时，为什么加入单价的阳离子？

用乙醇沉淀DNA时，通常要在溶液中加入单价的阳离子，如NaCl或NaAc，Na+中和DNA分子上的负电荷，减少DNA分子之间的同性电荷相斥力，而易于聚集沉淀。

（1）.浓盐法

利用RNP和DNP在电解溶液中溶解度不同，将二者分离，常用的方法是用1M氯纳提取化钠抽提,得到的DNP粘液与含有少量辛醇的氯仿一起摇荡,使乳化,再离心除去蛋白质,此时蛋白质凝胶停留在水相及氯仿相中间，而DNA位于上层水相中,用2倍体积95%乙醇可将DNA钠盐沉淀出来.

也可用0.15MNaCL液反复洗涤细胞破碎液除去RNP,再以1MNaCL提取脱氧核糖蛋白,再按氯仿---异醇法除去蛋白.

两种方法比较,后种方法使核酸降解可能少一些.

以稀盐酸溶液提取DNA时,加入适量去污剂,如SDS可有助于蛋白质与DNA的分离。

在提取过程中为抑制组织中的DNase对DNA的降解作用,在氯化钠溶液中加入柠檬酸钠作为金属离子的烙合剂.通常用.15MNaCL,0.015M柠檬钠,并称SSC溶液,提取DNA.

（2）.阴离子去污剂法:

用SDS或二甲苯酸钠等去污剂使蛋白质变性,可以直接从生物材料中提取DNA.由于细胞中DNA与蛋白质之间常借静电引力或配位键结合,因为阴离子去污剂能够破坏这种价键,所以常用阴离子去污剂提取DNA.（3）.苯酚抽提法:

苯酚作为蛋白变性剂,同时抑制了DNase的降解作用.用苯酚处理匀浆液时,由于蛋白与DNA联结键已断,蛋白分子表面又含有很多极性基团与苯酚相似相溶。

蛋白分子溶于酚相，而DNA溶于水相。

离心分层后取出水层，多次重复操作，再合并含DNA的水相，利用核酸不溶于醇的性质，用乙醇沉淀DNA。

此时DNA是十分粘稠的物质，可用玻璃漫漫绕成一团，取出。

此法的特点是使提取的DNA保持天然状态.

（4）.水抽提法:

利用核酸溶解于水的性质,将组织细胞破碎后,用低盐溶液除去RNA，然后将沉淀溶于水中，使DNA充分溶解于水中,离心后收集上清液.在上清中加入固体氯化钠调节至2.6M.加入2倍体积95%乙醇,立即用搅拌法搅出.然后分别用66%٠80%和95%乙醇以及丙铜洗涤,最后在空气中干燥,既得DNA样品.此法提取的DNA中蛋白质含量较高,故一般不用.为除蛋白可将此法加以改良,在提取过程中加入SDS

DNA提取是植物分子生物学研究的基础技术。

目前,已经发展了多种方法,成功地从植物叶片、愈伤组织、组培苗、果实、韧皮部等组织器官中提取出DNA。

但是有些情况下,不同植物甚至是同一种类植物组织材料的来源、部位、形态等外在性质的不同以及化学成分、组织结构等内在特点的差异,在提取基因组DNA时需要选择不同的方法或作一些特殊的处理[1]。

从富含多糖、多酚、单宁、色素及其他次生代谢物质的木本植物中提取的方法难度就相对大于大多数的禾谷类及蔬菜类植物。

从这些植物中分离出的DNA由于多酚被氧化成棕褐色,多糖、单宁等物质与DNA会结合成粘稠的胶状物,获得的DNA常出现产量低、质量差、易降解,影响了

DNA质量和纯度,不能被限制性内切酶酶切,严重的甚至不能作为模板进行PCR扩增。

针对这一现象,已有许多学者对植物特别是顽拗型木本植物的基因组DNA提取纯化进行了改良和发展。

笔者就植物DNA提取各个环节,如样本的采集与保存、提取缓冲液成分的作用、DNA提取纯化方法等进行归纳,同时对DNA提取过程中的常见问题、原因及应对策略作简要的分析。

1植物样品的采集与保存

植物组织材料的采集与保存对提取DNA的产量和质量有很大影响。

通常应尽可能采集新鲜、幼嫩的组织材料,采集的过程中应尽可能使组织材料保持水分,在取样时立即用浸湿的纱布包裹采集的组织材料,放置在密闭的冰盒中,这样可使组织材料3～5d仍然保持新鲜。

野外远距离采集样本时,在可能的条件下冷冻保存（如放置于液氮中）;当不具备冷冻条件时,最好用盛有无水CaSO4的瓶子分别保存,使其迅速干燥,这种方法可将材料保存数月,返回后应尽快进行DNA的提取工作。

对具有大量次生代谢物（如丹宁、酚类、醌类等）的植物材料,应尽可能采集幼嫩组织外,最好进行冷冻保存并在短时间内进行DNA提取。

植物组织材料的化学保存法,如乙醇、丙二醇处理法,通常会导致DNA剧烈降解,因此,不作为推荐的保存方法[2]。

对于采集回来的样品如要长期保存,应经液氮处理后贮存在-80℃冰箱或直接储放于液氮中,且在与提取缓冲液接触前,应防止冰冻的样品在空气中融化,否则酚类易被氧化。

2提取缓冲液

随着现代分子生物学的发展,DNA分离技术也层出不穷,DNA已经可以从诸如化石、木乃伊等极端材料中分离出来,也可以从痕量材料获得DNA。

无论是什么材料,针对不同的来源和特点,调整设计相应的提取缓冲液及不同的技术方案是十分重要的。

在实际应用中可针对不同的情况对具体实验方案的各个部分进行不同组合。

缓冲液的成分应根据分离对象的不同而变化,缓冲液的pH值、保护剂和表面活性剂都要根据不同样品进行优化。

十二烷基磺酸钠（SDS）是一种阳离子强表面活性剂,通常与蛋白酶K和抗氧化剂、螯合剂一起使用;而十六烷基三甲基溴化铵（CTAB）是一种在高盐下能与核酸结合形成可溶、稳定的复合物,低盐浓度下可沉淀的表面活性剂。

乙二胺四乙酸（EDTA）可用于抑制金属离子依赖性的酶（螯合Mg2+、Ca2+）的活性。

牛血清白蛋白（BSA）可使一些降解酶的表面变性。

还原型巯基成分如β2巯基乙醇、谷胱苷肽、半胱氨酸、二硫苏糖醇等一些硫醇类物质,通常可用于保护DNA免受醌类物质、二硫化物、多酚氧化酶等物质的损害。

加入聚乙烯吡咯烷酮（PVP）也可减少酚类、醌类及丹宁类物质的影响。

还有其他一些非通用添加物,如抗坏血酸、维生素C可用于降低醌类物质的影响,精胺及其他多胺可用于降低核酶的影响,氰化物可用于降低重金属氧化酶的影响。

另外还有在提取液中加入活性炭、硫代硫酸钠、亚硫酸钠、重过亚硫酸钠、硼砂等物质防止多酚类物质氧化的报道[3核酸复合物就因溶解度降低而沉淀,而大部分的蛋白质及多糖等仍溶解于溶液中。

通过有机溶剂抽提,去除蛋白、多糖、酚类等杂质后加入乙醇沉淀即可使核酸分离出来。

经离心弃上清后,CTAB蛋白质复合物转变为溶解度更小的钾盐形式,使蛋白质及多糖杂质沉淀更加完全,离心后除去沉淀;上清液中的DNA用酚/氯仿抽提,反复抽提后用乙醇沉淀水相中的DNA。

SDS法操作简单,温和,也可提取到高分子量的DNA,但所得到的产物含糖类杂质较多。

基因组DNA经典的提取方法由于无需昂贵仪器和药品,提取的DNA纯度能够满足一般分子生物学的需要,一直作为DNA提取的常规方法。

但这种方法操作步骤复杂,耗时长,易交叉污染,残留在DNA溶液中有机物质对DNA聚合酶有抑制作用。

另外,酚、氯仿等有机溶剂易造成环境污染,有损操作者健康,因此使该方法的应用受到一定的局限性。

3.2DNA提取新方法

近年来出现了以螯合树脂、特异性DNA吸附膜、离子交换纯化柱及磁珠或玻璃粉吸附等基础DNA提取新方法。

这些方法主要应用于提取病毒、微生物、人和动物细胞、包埋组织样品、古生物标本及土壤环境样品DNA[5]。

已有多篇利用纯化柱和玻璃粉纯化植物基因组DNA的报道。

马小军等将CTAB液提取和氯仿抽提两步的上清液直接通过Wizard纯化系统纯化得到的DNA,RAPD扩增效果良好,产率达2250μg/g[6]。

张博等用硅珠（SiO2）颗粒吸附DNA纯化方法,从不同树木叶片中均得到了高质量的DNA样品[7]。

黄椰林等对常规CTAB法提取的DNA用玻璃粉悬浮液纯化,所获DN的APCR产物能直接测序,比较适用于富含黏多糖、单宁、多酚和萜类化合物等次生代谢物的植物样品和长期保存的标本材料[8]。

袁长春等也用玻璃粉吸附法从富含酚类的茶类植物中提取纯净的总DNA[9]。

目前国内外开发了多种商品化的DNA提取纯化试剂盒,其分离原理有的利用核酸的分子量差异,有的利用特异性膜与DNA结合达到分离、回收的目的,如离子交换柱、磁珠等。

这些试剂盒针对不同的材料来源设计了不同的提取方法,操作简单、高效,DNA质量较高,但价格昂贵,提取量少。

著名的国外的试剂盒生产厂家有Sigma2Aldrich、Promega、Invitrogen、TaKaRa、Whatman等,它们针对不同来源的材料如微生物、动物体液、血液和组织、植物、加工产品、转基因产品等开发出一系列的试剂盒。

国内的生物公司发展迅速,如上海生工、北京天为、北京博奥等也开发了系列试剂盒,质量与国外厂家相当,价格较低。

除此之外,由于核酸提取纯化试剂盒制作门槛低,还有大量的生物公司提供试剂盒产品,使用者一定要慎重选择。

DNA试剂盒经过了几十年的发展,已经不再局限于单纯的提取纯化,有些厂家推出了D