拟兰芥染色体的核型分析doc文档格式.docx
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拟南芥的基因组是目前已知植物基因组中最小的。
每个单倍染色体组（n=5）的总长只有7000万个碱基对，即只有小麦染色体组长的1/80，这就使克隆它的有关基因相对说来比较容易。
拟南芥是自花受粉植物，基因高度纯合，用理化因素处理突变率很高，容易获得各种代谢功能的缺陷型。
例如用含杀草剂的培养基来筛选，一般获得抗杀草剂的突变率是1/100000。
由于有上述这些优点，所以拟南芥是进行遗传学研究的好材料，被科学家誉为“植物中的果蝇”。
广泛用于植物遗传学、发育生物学和分子生物学的研究，已成为一种典型的模式植物，其原因主要基于这种植物具有以下特点：
1、形态个体小，高度只有3O-40cm左右；
2、生长周期快，从播种到收获种子一般只需6周左右；
3、种子多，每株每代可产生数千粒种子；
4、形态特征简单；
5、基因组小，只有5对染色体。
虽然这种植物在许多方面"
简单"
，但它的大多数基因与其他"
复杂"
的植物基因具有很高的同源性，另外，由于这种植物的全部基因组测序已于2000年完成，通过测序获得的拟南芥基因组核苷酸序列全部公布在互联网上，有力地推动了植物生命科学研究向前发展。
因此可以预测，拟南芥在植物学所有领域的研究中将发挥更大的作用。
我们通过对拟南芥研究所获得的信息将有助于人类对控制不同植物复杂生命活动机制的认识。
课题的主要内容（观点）、创新之处：
染色体制片是指显示染色体形态和结构的技术,目前常用的技术有两种,即压片技术和去壁低渗火焰干燥技术。
前者操作简便,但在处理某些细胞壁较硬和难以软化的材料时,不易获得良好的压片;
后者虽然制片效果较好,但操作过程需要严格控制实。
而组织培养技术培养出愈伤组织，从而获得大量处于分裂期的细胞。
避免了因为采集种子的时间错失，或者种子的量不多的情况下，就可以用植物的别的器官代替，如果经过脱分化处理。
可以获得大量处于细胞期分裂能力强的细胞，就可以避免尤其是新手对于取材不到位的麻烦。
凡是细胞处于活跃增殖状态或经过某种实验处理后进入细胞分裂状态的任何植物组织，如植物根尖、茎尖、幼叶、花蕾、幼花粉、幼胚、核型胚乳、愈伤组织、居间分生组织、茎形成层等细胞分裂状态的植物组织均可以作为染色体分析的实验材料；
通过8-羟基喹啉、秋水仙素、对二氯苯等预处理药剂处理，来降低细胞质的粘度，促进染色体缩短分散，障碍纺锤体形成；
通过纤维素酶、果胶酶酶解去壁，使分生细胞的原生质体能从细胞壁里压出来，经过精心制片，使染色体周围不带有细胞质或仅有少量的细胞质，获得图象清晰、完整、高度分散的染色体典型图象。
各植物种的染色体数目都是恒定的，二倍体植物体细胞内都含有两组相同的染色体（chromosome），每一条染色体都有两条染色单体（chromatids）。
细胞有丝分裂时，每一条染色单体分向细胞两极，形成子细胞；
细胞分裂间期染色单体复制，纵裂并向的两条染色单体往往通过着丝粒（centromere）联在一起。
着丝粒在染色体上的位置是固定的，呈现出一个淡染色区间。
着丝粒的两端是染色体的“两臂”，着丝粒不在中央的染色体，就必然有长臂（q）、短臂（p）之分。
由于着丝粒位置不同，可以把染色体分成中部着丝粒染色体（m）、近中部着丝粒染色体（sm）、近端部着丝粒染色体（st）及端部着丝粒染色体（t）。
有些染色体除了着丝粒之外，还有一段稍窄的淡染色区，叫次缢痕；
次缢痕的远端突起，为随体（satellite）。
所谓核型（karyotype）就是指：
一个细胞内的染色体按照一定的顺序排列起来，所构成的染色体图象；
通常是将显微摄影得到的染色体照片粘贴或染色体核型分析系统软件处理生成的染色体图象。
所谓组型（idiogram）就是指：
通过许多细胞染色体测量，取其平均值绘制成的染色体模式图；
通常是用染色体相对长度（relativelength）、臂指数（amindex）、着丝粒指数（centromereindex）等形态特征参数来描述染色体模式图。
人类染色体研究早在1960年就召开了专门的国际会议，确定了人类染色体核型分析的国际标准，即Denver命名标准；
但植物染色体核型分析至今还没有一个专门的国际标准；
1984年8月，我国第一次全国植物染色体学术讨论会上，李懋学、陈瑞阳（1984）所作的“关于植物核型分析的标准化问题”报告，经过与会代表的充分讨论，成为大家的约定标准，被同行所承认。
由于染色体是基因的载体，核型代表了种属的特征，所以染色体组型分析对于探讨植物生命奥秘、生物起源、物种间亲缘关系、远缘杂种鉴定等方面都有重要意义。
研究方法、设计方案或论文撰写提纲：
一：
实验准备
1、设备：
普通生物显微镜、NIKON数码摄影显微镜、NIKON数码相机、计算机图象处理系统、培养箱、恒温水浴锅、喷墨彩色打印机等；
2、用具：
载玻片、盖玻片、眼科镊子、不锈钢剪刀、单面刀片、磨口三角瓶、移液管、试剂瓶、凹型孔白瓷板、玻璃板、烧杯、天平、电炉、染色缸、扩大镜、游标卡尺、滤纸片、玻片标签纸等；
3、药品：
8－羟基喹啉、秋水仙素、氯化钾、甲醇、冰乙酸、纤维素酶、果胶酶、对二氯苯、氯化钠、柠檬酸钠、磷酸二氢钾、磷酸氢二钠、氢氧化钡、甘油、盐酸、胰蛋白酶、尿素、氯化钙、EDTA、Giemsa、洋红、地衣红、卡宝品红、锡夫（Schiff）试剂，MS培养基，IAA，6-BA。
二：
试验方法：
（一）：
拟南芥--植物组织培养
材料与方法1．实验材料将拟南芥种子经10%双氧水消毒后接种于MS培养基上，于28度、光照1Oh培养五周，长出无菌苗。
在无菌条件下切取叶片和茎段，接种于MS诱导培养基上。
于白天28℃（附加光照12h）、夜间2O℃温箱中培养，长出愈伤组织后转移至分化培养基上。
培养基基本培养基为MS，其中诱导培养基附加植物激素IAA．2-5mg，分化培养基附加6-BA．1-5mg，IAA．5mg；
蔗糖2Og，琼脂1．2%，pH5．8。
愈伤组织的诱导和试管苗的分化在诱导培养基上培养1周，叶段和茎段的切口处开始膨大，两周后愈伤组织生长良好，表面呈粒状，局部变绿。
在一些外植体上长出根系，在带芽的茎段上直接长出小苗。
将愈伤组织切下转入分化培养基上，五周后就有芽和根分化，两周后小苗生长正常。
将完整的试管苗取下转入新培养基上，1周后从苗基部生长出次生苗。
在原培养基上生长2～3周后，将试管苗移入土壤可成活。
实验表明，拟南芥也是一种组织培养的示范材料，这主要基于以下事实：
易获得无菌苗。
种子经表面消毒后接种于培养基上，五周后就可得到足够大且健壮的无菌苗，在无菌条件下切断并接种，几乎不会发生污染。
相反，若对外植体进行表面消毒对初学者来说是较困难的，消毒时间长会导致外植体被"
杀死"
，而时间短又达不到完全消毒，且消毒剂的残留也会影响外植体的生长。
另外，由于外植体的表面消毒步骤较多，很容易引起再污染，因此我们认为对初学者来说易于获得无菌苗是十分重要的。
（2）愈伤组织的诱导和试管苗分化周期较短。
，从愈伤组织诱导到完整植株再生大概1个月。
植株分化率高，几乎所有的外植体都能诱导分化出苗。
试管苗的繁殖速度快。
将单一的试管苗分割后转入新的培养基上，1周后从其基部长出次生苗，长到一定大小后又产生新的次生苗，这样，2O多天后就可可由一株试管苗产生出100多株。
诱导与分化所需条件简单。
诱导培养基中只加IAA，且在一定浓度范围内均有效，分化所需激素也较简单。
（二）：
染色体装片的制备：
1、取材
将上一获取的遇上组织从培养基中取出，并用无菌水，毛笔轻轻刷洗，直至洗去粘附在遇上组织上的培养基为止。
2、预处理
⑴目的及作用：
植物有丝分裂中期染色体高度浓缩，形态和结构都比较清楚，但因纺垂体的作用，染色体紧密地排列在赤道板上，很难将其分开,尤其是染色体数目较多的植物材料，很容易产生染色体严重重叠；
而且因细胞分裂中期维持的时间短，一般仅10-30min，使中期染色体细胞出现频率不高。
为了克服上述矛盾，常用化学或物理方法对材料进行预处理。
这些方法的作用机理及其作用是：
①阻止或破坏纺垂体微管的形成，由于没有纺垂体的作用，细胞有丝分裂过程，被阻抑在细胞分裂中期阶段，从而累计比较多的处于细胞分裂中期的染色体图象。
②促进染色体浓缩变短，减少染色体之间相互缠绕重叠，有利染色体的高度分散。
③改变胞质粘度，促进染色体清晰，促进细胞质清洁。
所以预处理是否适宜，是染色体制片技术中最关键的操作步骤；
如果预处理的效果良好，即使是初学者也不难制作出优良的染色体标本，反之，如果预处理失败，即使是很有经验的人也难以制作出好的制片。
⑵处理药剂
可以用作染色体预处理的化学药品，主要有生物碱、甙类、酸类及其他物质；
最常用的化学药品有秋水仙素、8－羟基喹啉及对二氯苯。
①秋水仙素（Colchicine）：
是从石蒜科秋水仙素属秋水仙（Colchicumautumnale）种子或鳞茎中提取的一种生物碱，其分子式为C22H25NO6+1.5H2O，分子量为399.45。
纯秋水仙素为针状结晶，商品多为白色或淡黄色粉末,融点155℃，易溶于水、酒精、氯仿及甲醛中,但在热水中的溶解度差，不溶于苯。
剧毒,易引起眼睛失明或中枢神径麻醉，使用时一定要要注意安全。
秋水仙素预处理的有效浓度为0.001-1%，常用浓度为0.05-0.2%。
②8－羟基喹啉（8-hydroxyquinoline）：
白色结晶或粉末,其分子式为HO8H3N：
CHCH：
CH，分子量145.17。
溶于酒精，难溶于水,需60℃、2－3h才完全溶解。
8－羟基喹啉不仅具有秋水仙素的预处理的效果，而且所显示的染色体缢痕及随体的结构，往往比秋水仙素更为清晰，尤其在处理中、小型染色体比秋水仙素好，能使染色体、缢痕及随体的图象更清晰。
常用浓度为0.002mol/L，少数学者使用0.004mol/L浓度，但使用者不多。
⑶处理方法
预处理的方法往往容易被忽视，但预处理失败的实验多是预处理的方法使用不当而致。
就材料本身而言，预处理的方法有离体处理、非离体处理和低温三种。
①离体处理：
即将处理器官或组织从母体上切除下来，浸没在预处理液中。
该处理方法的主要特点是药物作用迅速，短时简便，良好的预处理效果是在细胞的某些合成作用受到抑制，而前期分裂过程又能正常进行的条件下获得的。
由于被处理的材料小，离开了母体，细胞代谢的能源被中断，加上处于严重缺氧和有毒的恶劣环境中，一旦处理时间太长或毒害太大，细胞将会因缺氧中毒、死亡。
所以，预处理的技术性强，操作要求高。
多用培养皿铺2层滤纸，加一浅层预处理液，均匀摆齐，让少部分材料能露出预处理液的液面，也可以用指形管沉没材料的方法进行处理。
一般来讲，提高预处理效果，应该做到：
被处理的材料忌多，根尖或茎尖每管不超过15个，每皿不超过30个；
切取的材料忌大，根尖或茎尖长2－3mm；
注意避光通氧，采用经常更换预处理液或振摇的方法完成预处理过程；
预处理温度不宜太高，20℃为宜，一般不超过25℃；
预处理时间依物种不同而不同，一般1－3h。
②非离体处理：
预处理材料没有与母体分开，仅仅是把要预处理的部分浸入预处理液中，如带有种子种根、鳞茎、根状茎、茎节的根尖，只将根尖分生区浸没在预处理液中进行处理。
由于分生组织没有离开母体，耐药抗毒性强，允许延长相应的处理时间，但也正因为如此，药物的作用也相应减慢。
所以，处理的持续时间便随之延长。
如果处理得当，非离体处理比离体处理积累的中期分裂细胞更多。
非离体处理的药物多是秋水仙素，因预处理时间过长，则可能导致染色体数目加倍，产生多倍化细胞。
处理的方法是，把分生区组织浸没在预处理液中，20℃条件下，多数植物一般不超过25℃，大染色体类型材料处理12－20h、小染色体类型材料处理4－5h。
如果需要将预处理材料保存7天以上时，用非离体处理比较好。
固定的主要作用是①迅速杀死细胞，保留分裂图象。
②使染色体核蛋白变性、沉淀，呈现出染色体真实形态及结构。
③使细胞质原生质体蛋白变性、沉淀，有利于染色体背景清晰。
⑵处理药剂冰乙酸：
甲醇=1：
3，通用于多数生物染色体标本制片，近来普遍采用。
⑶涂片制备法的材料固定方法：
将低渗后的材料直接用固定液，固定30min以上。
固定液宜鲜配鲜用，固定时间依物种不同而有些不同，固定30min-20h，材料粗大宜长，反之则反，4℃低温下固定的效果更佳，一般为30min。
3、前低渗
⑴目的与作用：
自20世纪50年代在人类及哺乳动物染色体制备研究中的低渗和火焰干燥法发明以来，就有许多学者试图将人类染色体标本的0.075mol.L-1KCL低渗技术引入到植物染色体标本制备上，但都没有进展。
直到1979年，陈瑞阳等人在前人工作的基础上，通过37科422个物种广泛试验，才创建了一套完整的去壁低渗技术。
低渗的目的是促使分裂细胞膨胀，细胞膜的淋巴细胞膨胀，使染色体从细胞膜内释放出来，能使细胞质和染色体上部分蛋白质丢失。
植物染色体标本制备中的前低渗，其主要作用有两个：
①促进质壁分离，有利于用酶去壁。
②促进细胞质粘度改变，有利于染色体图象清晰。
⑵处理药剂：
一般多用氯化钾作为前低渗药剂，KCL为白色结晶,分子量74.67，易溶于水，常用浓度0.075mol.L-1，也可以用双重蒸馏水前低渗，但比氯化钾低渗效果差些。
⑶处理方法：
去掉预处理液，用0.075mol.L-1氯化钾低渗液浸没材料，25℃下处理30min。
如果因时间或工作的原因，需将预处理材料保存几天或一段时间，则前低液处理时间不宜太长，一般不超过10min（6－8min），用甲醇：
冰乙酸=3:
1鲜固定液固定4h,转入75%乙醇，再转入50%乙醇中保存备用。
酶处理之前，用蒸馏水冲洗多次，并浸泡30min。
4、解离
Gill（1974）在压片前应用HCL对细胞壁进行解离，Mouras（1978）等人用烟草愈伤组织经纤维素处理获得染色体，解离的作用：
①生物解离处理替代理化解离处理，减少了染色体变形、畸变，呈现出真实的硬染色体。
②去掉细胞壁纤维、果胶及胞质对染色体数量影响，使染色体分散空间更大。
③有利染色体着丝点随体等图象完整清晰。
解离是染色体标本制备的关键技术，因为它直接影响到单细胞的得率，解离不足或过度都会导致染色体制片失败，被处理材料的大小、数目、浓度、pH值及处理温度都会影响到酶的处理效果。
HCl。
将材料浸泡在1NHCl中在45摄氏度的水域中，解离10-30min。
5、后低渗
后低渗是染色体分散的关键步骤，其主要作用是：
①使细胞吸水膨胀，让染色体随之分散到细胞质内，有利于染色体分散。
②新鲜双蒸馏水进入细胞，使细胞体积增大，细胞质浓度降低，有利于染色体标本清洁程度提高。
③后低渗处理时，混合酶已将分裂细胞的细胞壁酶解，原生质又充分吸水，所以细胞显得比较娇嫩，应该向被处理材料中加入（25±
0.5）℃鲜双蒸馏水为宜。
⑵处理方法：
从盐酸中取出材料，用（25±
0.5）℃蒸馏水清洗2－3次。
应该放慢操作速度或者适当减少清洗次数。
清洗完毕后，向被处理材料中缓慢加入新鲜双蒸馏水，浸没材料为度，（25±
0.5）℃下浸泡30min，让细胞吸水膨胀。
后低渗处理后，常有悬液法及涂片法两种染色体标本制备方法。
涂片法是先固定再涂片，被广泛使用，而悬液法是先制备细胞悬浮液再固定滴片。
6、染色
染色的目的是尽量使染色体及细胞核染色，而细胞质不染色或淡着色，以便于观察。
因染色体被染色，呈现出原有的形态结构及数目，能进行植物染色体核型分析；
因生物染色体上富含A－T或G=C碱基数量及分布差异或其它原因，经染色在染色体上可以产生着色深浅不同的染色体显带，为植物核型分析补充了一项很好的分类指标，进行染色体带型分析。
⑵常用药剂
用于植物染色体染色的方法很多，各种染色方法都有其自身的特点及其适用的材料，下面简介国内外常用的几种染色剂。
①洋红（Carmine）：
洋红是从胭脂虫（Coccuscacti）的雌虫中直接提取的一种染料，为非结晶的紫褐色物质。
但因所用的胭脂虫的种类不同，洋红的品质也往往有些差异。
在胭脂虫的提取物中加入铝或钙而成为深红色的洋红，洋红并不是真正的化合物，而是一种混合物。
洋红中具有染色活性的洋红酸（Carminicacid），为一种二元酸，有一定比例能溶于水，在它的等电点Pp=4.0-4.5时几乎不溶于水。
如果溶于等电点酸性的一边，则成为一种类似碱性染料的性质，可以使染色质着色；
如果溶于碱性溶液中，则具有酸性染料的性质，可以使细胞质着色。
洋红酸的染色能力不是很强，通常铁-乙酸洋红、乙酸-盐酸洋红、丙酸-铁-洋红。
乙酸或丙酸洋红的配制和染色都比较方便，对细胞壁的穿透能力较强，能使染色体核仁均可以着色，很适于植物小孢子母细胞及小孢子的染色，但它的染色强度和分散效果不及其他染料。
所以不及其他染色剂应用广泛，通常只作临时染色观察之用。
②地衣红（Orcein）：
地衣红是从一种地衣红（Lecanoraparella）及染料衣（Rocellatictoria）中提炼出来的紫红色染料。
地衣红与过氧化氢、氢氧化氨作用，可以获得无色的母物地衣酸（Orceinicacid）,天然产物的地衣红与人工合成的地衣酸对染色体有同样的染色作用，但后者不如前者，地衣红溶于水及酒精，其配制方法与乙酸洋红相同，但无需加铁媒染，也无需回流（药剂配制见附录）。
先配成2%母液，再稀释成1%后使用。
地衣红对染色体及细胞核着色能力明显优于洋红，为目前国内外应用十分广泛的一种染色体和细胞核的染色剂。
③碱性品红（Basicfuchsin）：
为一种三苯甲烷类的碱性燃料，商品碱性品红几乎都是由副品红（pararisaniline）或蔷薇苯胺（rosaniline）组成。
碱性品红所含的所有成分均溶于水，更易溶于乙醇。
碱性品红用于染色体染色，有两个重要的配方，即卡宝品红（Carbolfuchsin,也称苯酚品红或石炭酸品红）及锡夫（Schiff）试剂。
卡宝品红，是目前国内外应用最为广泛的一种优良的核和染色体的染色剂，它既具有乙酸洋红的染色简便、快速的特点，又具有乎尔根（Feulgen）反应分色清晰的优点，且染色剂耐保存、稳定性好、制片色泽持久，这些都是前两种方法所不及的，该染色剂在我国的推广应用最为普遍。
该染色剂配制后立即使用，染色较淡，放置2周后，染色能力会明显加强，而且放置的时间越长，染色的效果会越好。
在常温下，此液可以存放两年而不会变质。
卡宝品红对染色体的染色效果，与盐酸的解离条件密切相关，解离的时间太短，细胞质也会有不同程度的着色、分色效果不理想；
在合适的解离条件下才有最佳的染色效果，染色体呈红色，细胞质无色或极淡红色，着色之前，最好将材料中的残余盐酸冲洗干净，否则卡宝品红将不易着色。
锡夫（Schiff）试剂是FeulgenR与RossonbeckH于1924年创造的一种DNA的细胞化学鉴定方法，也称为乎尔根（Feulgen）染色方法。
锡夫（Schiff）试剂的配制，该方法的优点是只对细胞核和染色体着色，染色也比较均匀、背景清晰，但染色时间长，少数植物染色十分困难，因过度软化，而染色体分散困难。
④卡宝品红（Carborfuchsin）:
卡宝品红是3%的碱性品红与15%石碳酸或45%醋酸等试剂配制而成，具有染色快、着色深、适应性广的特点，是多数植物根尖、幼芽、花药以及细胞愈伤组织染色的好染料。
⑤姬母萨（Giemsa）：
最初用于DNA原位分子杂交（parldue,1970）。
随染色体分带技术兴起及发展，Giemsa染色愈加广泛应用。
是一种含有不同氧化程度的噻嗪类复合染料，噻嗪类染料与磷酸基结合着色，有4个甲基亚甲兰和3个甲基天青A，2个甲基天青B协助噻嗪染料使染色体着色。
因为它不仅仅使染色体着色，还可以把DNA复性过程中，DNA上“碱基种类（富A－T，还是富G－c），从着色带纹上区分，称染色体显带。
Giemsa染色，因材料不同，着色速度差异很大，从几分钟到数小时不等。
进化阶段低的植物种或固定时间长的材料易于着色，而进化阶段高的植物种或固定时间短的材料不易于着色。
从染色体染色效果来看，上述四种染色剂中，染色效果最好的是Giemsa，其次是卡宝品红，依次才是地衣红、锡夫（Schiff）试剂、洋红。
⑶染色方法：
因染色剂不同，染色方法也有些微小差异。
但都有两种染色方法，其一、制片后玻片材料染色，一般都要待被染色材料干燥后，取染色剂染色。
如取Giemsa、卡宝品红或地衣红染色稀释液，浸没材料区、严防气泡干扰，染色15min或者更长一点的时间，稀释液的稀释倍数见药剂配制附录。
待染色时间足够后，自来水冲洗玻片，注意水流量不能太大，冲洗时，材料面面对自来水缓慢冲洗；
待多余染料冲洗完毕后，让染色体玻片自然干躁或火焰干躁，加盖盖玻片后，用显微镜观察。
其二、材料整体染色，在染色体常规压片方法中还比较流行用材料整体染色方法，各种染色剂的整体染色方法见附录。
Giemsa染色，一般按Giemsa母液：
缓冲液=1：
20稀释（pH为7.6时），浸没材料区染色15min。
地衣红染色，一般按母液：
鲜蒸馏水=1：
1稀释，浸没材料区染色15min。
上述1-8步都是用植物活体材料直接去壁低渗，再固定进行染色体标本制片的方法，称为活体材料制片法。
为了方便野外材料采集，又提出了预先固定材料的去壁低渗方法，即需要染色体制片的材料，可以分批采集，经过预处理后就用甲醇冰乙酸固定，集中染色体制片的方法。
如果采集的材料能在1周之内进行染色体制片，可以在甲醇冰乙酸固定液中保存，超过1周还不能进行染色体制片时，应把固定后的材料，用剃度酒精处理，保存在70%的酒精中，备用。
预先固定材料的去壁低渗方法与活体材料直接去壁低渗方法，大同小异。
大体步骤为：
正确取材→预处理→甲醇冰乙酸固定→前低渗→酶解去壁→后低渗→涂片或悬液法滴片→染色，方法同前。
预先固定材料的去壁低渗方法与活体材料直接去壁低渗方法的比较：
活体材料直接去壁低渗法的最大优势是活体原生质，半渗透性很好，吸水速度快，染色体因低渗作用而分散到细胞质内，所以染色体分散程度高，容易获得比较好的染色体图象。
但它的不足之处是不便于野外材料采集，每一批材料采集后，都要立即染色体制片，需要制片的材料很多时，时间紧张，工作也显得比较累。
预先固定材料的去壁低渗法的最大优势是方便野外材料采集，需要进行染色体制片的材料可以分批采集，集中染色体制片。
但因先固定再酶解，细胞质失去半渗透性，染色体难以随低渗作用分散到细胞质内。
所以，低渗吸水的时间需要很长的
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