实验一 实验动物给药途径和方法.docx

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实验一实验动物给药途径和方法

实验一实验动物给药途径和方法

一、动物的编号、捉拿和固定。

1、动物的编号犬、兔等动物可用特制的号码牌固定于耳。

白色家兔和小动物可用3-5%

的黄色苦味酸溶液涂于毛上标号。

如编号1-10号时，将小白鼠背部分前肢、腰部、后肢的左、中、右部共九个区域，从右到左1-9号，第10号不涂黄色（图1-1）如加上其它颜色的染料还可进行1-100号和1-1000号等更多编号。

图1-1小白鼠背部编号图1-2小白鼠双手捉持法

（引自：

医学技能学实验教程.白波.2004）（引自：

医学技能学实验教程.白波.2004）

2、动物的捉拿和固定

①小鼠：

右手抓住其尾，放在实验台上或鼠笼铁纱网上，在其向前爬时，左手拇指及食指沿其背抓住两耳及头颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住鼠尾固定。

另一抓法是只用手，用食指和拇指抓住鼠尾后再用小指和掌部夹住鼠尾，以拇指及食指捏住其颈部皮肤。

前一种方法易学，后一种方法便于快速捉拿。

（见图1-2，1-3）

图1-3小白鼠双手捉持法

（引自：

医学技能学实验教程.白波.2004）

②大鼠：

以右手或持夹子夹住尾巴，左手戴上防护手套固定头部防止被咬，应避免用力过大造成大鼠窒息死亡。

根据实验需要麻醉或固定大鼠于鼠笼内或用绳绑其四肢固定于大鼠手术板上。

③豚鼠：

以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢在豚鼠头与右手拇指与食指之间，轻轻扣住颈胸部，右手抓住两后肢（对体重较大的豚鼠则可托起其臀部），使腹部向上。

④兔：

用手抓起兔脊背近后颈部皮肤，手抓面积应尽量大些。

以另一手托起兔的臀部。

将兔仰卧固定时，一手抓住颈部皮肤，另一只手顺着腹部抚摸至膝关节处压住关节。

另一人将绳子用活结捆绑兔的四肢，使兔腹部向上固定在兔手术台上。

头部则用兔头固定夹固定，也可用棉线将兔的门牙固定于兔手术台上的柱子上，后者更常用（图1-4）。

图1-4家兔捉持法

（引自：

医学技能学实验教程.白波.2004）

二、实验动物的去毛

动物去毛是手术野的皮肤准备之一。

原则是去毛范围应大于手术野，不破坏皮肤的完整性。

具体方法有：

1、剪毛法常用于兔犬去毛。

操作时用剪刀紧贴皮肤依次剪毛，切忌提起皮肤，否则将剪破皮肤。

剪下的毛应放入盛有少量水的杯中，并可用湿纱布擦去已剪断的毛。

2、拨毛法：

一般用于兔和犬的静脉输液部位。

拨毛除使视野清晰外，还能刺激局部血管扩张。

3、剃毛法：

进行动物的慢性实验时用。

4、脱毛法：

用于动物的无菌手术，一般先将手术野的毛剪短，用脱毛液在局部涂一层（注意手不要直接接触脱毛液），待2-3min后用清水洗去脱落的毛，再用纱布擦干后涂一层凡士林。

在此介绍两种脱毛液配方。

配方1：

硫化钠3，肥皂粉1，淀粉7，加水调成糊状。

配方2：

8%的硫化钠水溶液。

三、实验动物的药方法

在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。

给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

（一）皮下注射

　　注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。

皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。

兔在背部或耳根部注射。

蛙可在脊背部淋巴腔注射。

（二）皮内注射

　　皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4（1/2）细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

（三）肌肉注射

　　肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。

注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。

给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

（四）腹腔注射

　　用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5-1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。

若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

图1-5　小白鼠腹腔注射方法图1-6　家兔耳缘静脉注射方法

（五）静脉注射

　　1、兔：

兔耳部血管分布清晰。

兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。

内缘静脉深不易固定，故不用。

外缘静脉表浅易固定，常用。

先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图1-6），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。

　　2、小白鼠和大白鼠：

一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。

操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45-50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4（1/2）号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3cm）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射（图1-7）。

图1-7　小鼠尾静脉注射方法

　　3、狗：

狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图1-8）或后肢小隐静脉（图1-9）注射。

注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药

图1-8　狗前肢头静脉注射图1-9　狗后肢小隐静脉注射

　　4、蛙（或蟾蜍）：

将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌，可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行，将注射针头沿血管平行方向刺入即可（图1-10）。

（六）淋巴囊注射

　　蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。

腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。

一般多选用腹部淋巴囊给药。

注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。

有时也可采用胸淋巴囊给药。

方法是将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液，一次最大注射量为1毫升。

蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊（图1-11）。

图1-10蛙腹壁静静注射

几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表1-1。

表1-1　几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）

注射途径

小鼠

大鼠

豚鼠

兔

狗

腹　　腔

0.2-1.0

1-3

2-5

5-10

5-15

肌　　肉

0.1-0.2

0.2-0.5

0.2-0.5

0.5-1.0

2-5

静　　脉

0.2-0.5

1-2

1-5

3-10

5-15

皮　　下

0.1-0.5

0.5-1.0

0.5-2

1.0-3.0

3-10

图1-11　蛙全身淋巴囊分布

（七）经口给药

　　在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。

　　1、小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针；亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。

灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。

若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。

　　一般当灌胃针插入小鼠3-4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。

常用的灌胃量小鼠为0.2-1mL，大鼠1-4mL，豚鼠为1-5mL。

　　2、狗、兔、猫、猴灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约10-15cm，粗细应适合狗嘴，约2-3cm，中间粘一小孔，孔的直途为5-10cm。

灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入（图1-12）。

图1-12　狗灌胃方法图1-13　狗小脑延髓池给药

　　经大量实验，给狗、兔等动物灌胃时，可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内，狗灌胃时，用12号灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm，可达胃内，将胃管另一端插入水中，如不出气泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。

兔灌胃时，将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14号细导尿管，由右侧唇裂避开门齿，将导管慢慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约15cm时，即表示插入胃内，将药液注入。

　　各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0mL，大鼠4-7mL，豚鼠为4-7mL，家兔为80-150mL，狗为200-500mL。

（八）其它途径给药

　　1、呼吸道给药　呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。

如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化；给动物定期吸入一定量的SO2。

锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等；特别在毒物学实验中应用更为广泛。

　　2、皮肤给药　为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。

如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

　　3、脊髓腔内给药　此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。

　　家兔椎管内注射方法：

将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒精将碘酒擦去。

在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。

当针到达椎管内时（珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。

这时不要再向下刺，以兔损伤脊髓。

固定好针头，即可将药物注入。

　　4、小脑延髓池给药　此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。

而且常采用大动物如狗等，小动物很少采用。

将狗麻醉后，使狗头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号钝针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上，顺平行狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。

当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”一声，即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力（图1-13）。

　　5、脑内给药　此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

小鼠脑内给药时，选套有塑料管、针尖露出2mm深的5（1/2）针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。

给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。

注射速度一定要慢，避免引起颅内压急骤升高。

　　6、直肠内给药　此种给药方法常用于动物麻醉。

家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。

在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插入家兔肛门内，浓度约7-9cm，如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接尾根）。

橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。

7、关节腔内给药　此种方法常用于关节炎的动物模型复制。

兔给药时，将兔仰卧固定于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手从下方和两旁将关节固定，把皮肤稍移向一侧，在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。

针头从上前方向下后方倾斜刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到关节腔中。

针头进入关节腔时，通常可有好象刺破薄膜的感觉，表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液。

实验二给药剂量对药物作用的影响

给药剂量对药物作用的影响采用戊巴比妥钠实验法

【目的和原理】

观察药物不同剂量对药物作用的影响。

药物剂量的大小决定血药浓度的高低，血药浓度又决定药理效应，因此药物剂量决定药理用强弱

【实验材料】

1、动物：

小鼠3只。

2、药品：

0.2%、0.4%、0.8%的戊巴比妥钠溶液。

3、器材:

鼠笼、大烧杯、普通天平、1mL注射器。

【实验步骤】

1、取小鼠3只，标记，称其体重，观察小鼠正常时的活动情况。

2、给各鼠分别腹腔注射0.2%、0.4%、0.8%的戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g。

剂量分别为0.2mg/10g、0.4mg/10g、0.8mg/10g。

3、给药后继续观察，比较各个小鼠的活动变化，翻正反射消失与恢复的时间，以及呼吸的变化。

【结果记录】

记录并比较三只小白鼠出现的反应，分析不同给药剂量对药物效应的影响

小鼠

戊巴比妥钠剂量

（mg/10g体重）

药物反应

蜷缩少动

闭目静卧

翻正反射消失

呼吸停止

1号

2号

3号

【注意事项】

1、翻正反射；正常动物可以保持站立姿势，如将其推倒或呈背位仰卧，动物立即翻正过来，这种反射称为翻正反射。

中枢神经受到严重抑制，翻正反射消失。

2、中枢抑制所表现的动物蜷缩少动、闭目静卧、翻正反射消失和呼吸停止，分别代表药物的镇静、催眠、麻醉和呼吸麻痹四个过程。

【思考题】药物的剂量和作用的关系对临床用药有何重要意义?

实验三给药途径对药物作用的影响

给药途径对药物作用的影响采用硫酸镁实验法

【目的和原理】

硫酸镁为导泻、利胆、降压和抗惊厥药，口服不易吸收，并使肠内容物渗透压升高，水分吸收减少，肠容积增大，刺激肠蠕动而泻下。

注射给药可使血中Mg2+增加，Mg2+阻止运动神经末梢释放递质乙酰胆碱，使骨骼肌松弛。

本实验观察不同给摇途径对硫酸镁作用性质的影响。

【实验材料】

1、动物：

小鼠2只。

2、药品：

10%硫酸镁溶液

3、器材：

小鼠灌胃器，大烧杯、普通天平、1mL注射器、烧杯。

【实验步骤】

1、取小鼠2只，标记，观察其正常情况（呼吸、活动及粪便）。

2、1号鼠给10%硫酸镁灌胃0.15mL/10g，2号鼠给10%硫酸镁肌注0.15mL/10g。

3、给药后观察并记录小鼠的情况（呼吸、活动及粪便），与给药前比较。

【结果整理及分析】

记录并比较两鼠所出现的反应，分析给药途径不同对药物的作用有何影响。

【注意事项】灌胃方法要正确，一旦刺破食管或胃壁，药物进入胸腹腔，其作用与肌注相同，使对照实验失败。

【思考题】同一药物相同剂量以不同给药途径为什么会出现不同的药物反应？

实验四　肝功能损伤对药物作用的影响

【实验目的】　观察肝功能损伤对药物作用的影响。

【实验器材】

1、药品：

10％四氯化碳（CCl4）油溶液，0.4％硫喷妥钠溶液，苦味酸溶液。

2、器材：

天平、1mL注射器、鼠笼、组织剪。

3、动物：

小白鼠4只，体重18-22g，雌雄各半。

【实验方法】　在实验前24h先取小鼠2只，10％四氯化碳油溶液0.1ml/10g皮下注射,造成肝损伤。

实验时取给予四氯化碳的小鼠和正常小鼠各2只，称体重，以苦味酸溶液作好标记。

并试其翻正反射是否存在。

（将小白鼠仰卧试验台上，若能恢复正常体位，为翻正反射存在，否则为翻正反射消失）。

接着均腹腔注射0.4％硫喷妥钠0.2ml/10g，观察动物反应。

记录各鼠翻正发射消失时间和恢复时间。

然后将小白鼠处死（用颈椎脱臼法），剖视肝脏观察形态改变，并注意肝脏形态改变与麻醉作用维持时间的关系。

【实验结果】

组别

动物编号

0.4％硫喷妥钠

（0.2mL/10g）

给药时间

翻正反射

消失时间

翻正反射

恢复时间

麻醉维持

时间（min）

解剖动物

肝脏改变

正常组

1

2

肝损害组

1

2

【注意事项】　肝脏是药物代谢的主要器官，肝功能不全时以肝代谢为主的药物易发生蓄积中毒。

四氯化碳是一种对肝细胞有严重毒性作用的化学物质，中毒动物常被作为中毒性肝炎的动物模型。

1、本实验采用四氯化碳皮下注射，剂量要准确，量少达不到破坏肝脏的目的，量大易造成动物死亡。

2、四氯化碳造成小鼠肝损伤模型，肉眼可见肝脏充血肿大，出现灰黄色点片状坏死。

注意与正常小鼠对比。

3、如果已下课，小白鼠仍未从麻醉状态转为清醒，其麻醉作用维持时间则记作大于多少分钟。

【讨论】

1、该实验说明肝功能损害与药物作用有何关系？

2、肝功能受损的病人临床上用药护理应注意什么问题？

实验五　肾功能损害对药物作用的影响

【实验目的】　观察肾功能损害对药物作用的影响。

【实验材料】

1、药品：

2.5％链霉素溶液，0.1％氯化高汞溶液。

2、器材：

天平、1mL注射器、鼠笼或小白鼠观察盒。

3、动物：

小白鼠4只，体重18-22g，雌雄各半。

【实验方法】、取正常小白鼠和肾功能已被破坏的小白鼠（实验前24h腹腔注射0.1％氯化高汞0.1ml/10g,）各２只，称体重，分别由腹腔注射2.5％链霉素溶液0.15ml/10g（375mg／kg），观察小白鼠的活动情况（肌张力、活动情况、呼吸）。

比较两组小白鼠的变化有何差别。

【实验结果】

组别

动物编号

2.5％链霉素溶液0.15mL/10g

给药后反应

正常组

1

2

肾损害组

1

2

【注意事项】

1、本实验幼龄动物实验效果较好。

2、氯化高汞肾毒性大，汞与含巯基的酶结合破坏肾脏，导致肾功能障碍，使链霉素排泄减慢而引起中毒，出现肌松弛、肌麻痹、甚至呼吸抑制而死亡，实验时亦可能正常小白鼠也出现链霉素中毒，注意两组小鼠中毒程度的区别。

【讨论】

1、注射链霉素后两组小白鼠的反应为什么不同？

2、肾功能损害的病人临床上用药护理应注意什么问题？

实验六药物常用剂型的调制

一、液体剂型的调制

（一）注射液的调制——10%安那加注射液的调制

【实验目的】熟悉液体剂型的调制方法。

【实验药品】精致安那加粉，重蒸馏水。

【实验器材】灭菌量筒，容量瓶，烧杯，玻璃棒，漏斗，滤纸，及三角架，酒精灯，石棉网，天平等。

【实验方法】先将重蒸馏水加热煮沸30分钟，放冷至80℃左右，取15mL加入已灭菌的量筒中，再加入精确称取的安那加粉2g，搅拌使其全部溶解后，再稍加重蒸馏水，过滤后至所得滤液澄清透明不含任何杂质时，将液体转移至容量瓶中，加重蒸馏水定容至20mL，即得10%安那加注射液，灭菌后即可使用。

附：

注射剂调制原则

①处方中得毒药、麻醉药、防腐药、助溶剂或溶解度小得药物，应先加入溶解。

②处方中得各种药物的溶解度都是很大的，可以加在一起溶解。

③处方中有些药物难溶而需要用助溶剂的，可分别溶解后加在一起混合。

④固体颗粒较大或难溶药物，可先进行研磨并溶解在1/3-2/3的溶剂中，并搅拌加速溶解，然后加入其余溶剂。

药物耐热的可加温助溶。

⑤待全部药物溶解后进行过滤，滤材的选择应考虑液体的性质，可选择精致棉花纱布、滤纸、玻璃纤维或石棉等。

⑥药物的灭菌，可根据药物的性质分别用煮沸灭菌或高压灭菌，不能用高温灭菌的药物应无菌操作配制。

（二）乳剂的调制——滴滴涕乳剂的调制

【实验目的】掌握乳剂的调制方法。

【实验药品】滴滴涕粉，煤油，煤酚皂溶液，软肥皂，温水等。

滴滴涕乳剂成分含量：

滴滴涕2.0

煤油18.0

煤酚皂2.0

温水38.0

软肥皂10.0

【实验器材】烧杯，量筒，乳钵，水浴锅，三角架，酒精灯，玻璃棒，天平等。

【实验方法】称取软肥皂10g，置于乳钵内，徐徐加入温水38mL，研磨至乳状再加煤酚皂溶液继续研磨，得①液；量取煤油18mL放于烧杯内，置于水浴锅上，称取滴滴涕粉2.0g徐徐加入同事搅拌之，使其充分溶解，得②液。

然后将②液徐徐向①液中填加，同事搅拌混合，至全液呈乳状即可。

附：

乳剂得配制原则

取乳化剂+少量水和不溶性物质研合成糖浆+缓慢加余量水研磨搅拌全液呈乳状即可。

（三）酊剂的调制——碘酊的调制

【实验目的】通过实验掌握酊剂的调制方法。

【实验药品】碘，碘化钾，乙醇，蒸馏水等。

【实验器材】量筒，烧杯，洗瓶，棕色瓶，胶头滴管，药匙，天平，硫酸纸，玻璃棒等。

【实验方法】

1、配制75%酒精

Rp：

取：

Alcoholconc.75浓酒精75

Aquaad.95蒸溜水加至95

D.S.外用用法外用

注：

浓酒精指95%酒精

2、配制2%碘酊

Rp：

取：

jodi2.0碘2.0

Kaliijodati1.5碘化钾1.5

Alcdilad.100.0稀酒精加至100.0

D.S.外用用法外用

注：

稀酒精指50%酒精

调制方法：

1、95%酒精稀释成75%的稀酒精：

取75mL95%的酒精加蒸馏水至95mL，即成。

2、将少量50%的稀酒精置于100mL量筒内，加入1.5克碘化钾，搅拌溶解后再加碘；边加50%的稀酒精边搅拌，使之溶解后总量为100mL。

（四）搽剂的调制——松节油搽剂的调制

【实验目的】了解搽剂的调制方法

【实验药品】樟脑末，松节油，软皂，蒸馏水等。

【实验器材】乳钵，磨口瓶，量筒，天平，硫酸纸等。

【实验方法】先将称好的樟脑和软皂在乳钵内充分研磨，再徐徐加入松节油搅拌成糊状，然后将此糊状物倒入磨口瓶中，加进所需的蒸馏水，密闭振摇，最后得白色乳状液。

松节油搽剂成分含量：

樟脑末8.0

松节油65.0

软皂7.5

蒸馏水加至100.0

二、半固体剂型的调制

（一）软膏的调制——氧化锌软膏的调制

Rp：

取：

ZinciOxydati1.5氧化锌1.5

Vaselini2.5凡士林2.5

M.F.Unguetum混合制成软膏

D.S.外用用法外用

调制方法：

根据上述处方，称取所用之药置于研钵中研细后，取出置于软膏板上，取赋形药少许进行初步研合，然后再添加余量，使其达到要求之量，并继续充分研合均匀。

一般由于选用基质（赋形药）不同，又有不同的调制法，一般可分两种调制法：

①研合法：

此法多适用于柔软基质的软膏调制，如：

凡士林、猪脂、羊毛脂等作基质药时。

②熔合法：

此法多用于较坚硬固形基质的软膏调制，如蜂蜡、石蜡作基质药时，采用此类赋形药如不加温使其熔化，是很难与主药充分混匀的。

熔和