脑低氧预适应及其机制Word文档下载推荐.docx

1、 sferrioxamine，DFX，200mg/kg）后13h，HIF-1和HIF-1蛋白水平都升高。 大鼠经CoCl2和DFX预处理24h后缺血缺氧可分别较对照组发挥75%和56%的脑保护作 用。原代培养大鼠皮质神经元剥夺糖氧30、60、90和120min后，HIF-1DNA结合活 性增高，而预先剥夺糖氧60min，48h后再剥夺糖氧90min，HIF-1的结合活性反 而降低。以上这些研究表明，HIF-1参与了脑低氧预适应的形成。一氧化氮 一氧化氮（NO）参与血管舒缩的调节、免疫功能的调制和神经信息的传递，是一种重 要的信使物质。NO是由L-精氨酸经一氧化氮合酶（NOS）催化生成的。NOS

2、同工酶分为 神经元型NOS（nNOS）、诱导型NOS（iNOS）和内皮细胞型NOS（eNOS）3种，其中nNOS和 eNOS的活性受钙离子调节，合称为结构型NOS（constitutiveNOS，cNOS）。Gidday 等低氧（8%O2）预处理新生6d大鼠3h发现，这种处理可完全抵抗24h后的缺血 缺氧性损害。如在新生6d大鼠脑低氧预处理前h腹腔注射非选择性NOS抑制剂 左旋硝基精氨酸（2mg/kg），给药后h即可使cNOS的活性抑制67%81%，完 全阻断了低氧预适应的保护作用。但是，如果低氧预处理（本身可降低cNOS活性5 8%81%）前腹腔内注射选择性nNOS抑制剂7-硝基吲唑（40m

3、g/kg），则不能影响低氧 预适应引起的脑保护作用，这与给予iNOS抑制剂氨基胍（400mg/kg）的结果相一致 。以上结果表明，NO对低氧耐受的诱导起重要作用。但是，有学者对nNOS和iNOS是 否参与了低氧预适应却提出了质疑，认为只有eNOS产生的NO介导了预适应的保护效 应。腺苷 腺苷是一种在缺血缺氧时高能磷酸盐分解产生的内源性复合物。腺苷A1受体激动剂 可以缩小梗死体积，减慢缺血早期的能量代谢，并有利于缺氧预适应后突触功能的 恢复，而腺苷受体拮抗剂则可以阻止预适应的形成。Zhang等分别采用酶学 方法和放射性配体结合方法分析了昆明小鼠腺苷含量和腺苷A1受体，发现经4次低 氧预处理组海马

4、腺苷含量明显高于正常对照组和只用1次低氧预处理组，而腺苷A1 受体密度低于正常对照组，与仅用1次低氧预处理组的相同；4次低氧预处理组海马 、脑桥、延髓等脑区腺苷A1受体的亲和力高于正常对照组，表明低氧预处理可以阻 止一些脑区内的腺苷A1受体密度的进一步下降，使腺苷A1受体的亲和力升高。上述 结果提示，低氧预适应可使海马腺苷浓度升高，并通过A1受体发挥神经保护作用。兴奋性氨基酸 中枢神经系统内含有大量兴奋性氨基酸（EAA），几乎所有的神经元都含有谷氨酸受 体，药理学上把谷氨酸受体分为NMDA受体、AMPA受体、红藻氨酸受体、代谢型谷氨 酸受体和L-AP4受体等5型，前3种都是谷氨酸门控的阳离子通

5、道（离子型受体），后 2种受体合称非NMDA受体。任何引起EAA浓度异常增高的病理变化都会引起兴奋毒性EAA与低氧预适应是否有关尚待进一步研究证实。Nakata等11用微透析测定方 法表明，低氧预处理并不改变脑内包括EAA在内的任何氨基酸含量，从而认为预处 理导致的低氧耐受与EAA无关。Xie等12用小鼠研究外源离子型NMDA受体激动剂天 门冬氨酸和抑制剂氯氨酮对低氧预适应的效应，并用高效液相色谱法测定低氧预处 理时小鼠整个大脑和不同脑区内源性EAA（天门冬氨酸和谷氨酸）浓度的变化，结果 发现，天门冬氨酸和氯氨酮分别显著地缩短和延长了小鼠的标准耐受时间；缺氧1 次后EAA的浓度升高，而4次缺氧

6、后预适应EAA浓度保持不变，甚至下降。这表明离 子型NMDA受体的激活不利于低氧预适应的形成，而抑制其受体则有利于低氧预适应 的形成；EAA的降解或失活对小鼠低氧耐受的形成可能有益。肿瘤坏死因子-和神经酰胺 神经鞘磷脂的代谢产物神经酰胺（ceramide）是肿瘤坏死因子-（TNF-）介导的众 多效应中的第二信使。Liu等13对培养大鼠皮质神经元的研究发现，低氧预处理 有保护作用，这种保护作用可被TNF-预处理所替代，TNF-中和抗体可削弱此保 护作用。低氧预适应和TNF-预处理可使细胞内神经酰胺水平升高23倍，与耐受 状态一致。烟曲霉毒素B1是一种神经酰胺合酶抑制剂，可减轻神经酰胺的上调。如

7、在缺氧损伤前将C2-神经酰胺加入培养基中可模拟低氧预适应的效应。上述结果表 明，低氧预适应是通过TNF-触发而合成神经酰胺所介导的。Chen等14在结扎出 生7d大鼠右侧颈总动脉的同时低氧（8%）预处理2h，30min后心室内注射C2-神经 酰胺（150mg/kg），5d后测定梗死体积，发现C2-神经酰胺可使缺血缺氧引起的大 脑损伤（梗死体积）较对照组缩小45%65%，且Bcl-2和Bcl-xl水平升高，TUNEL阳性 细胞数明显减少，表明神经酰胺对未成熟大鼠大脑有神经保护作用。因此认为，神 经酰胺参与了低氧预适应的形成。自由基及其清除系统 自由基是具有未配对电子的原子或原子团。脑缺血缺氧时，

8、活性氧产生过多，自由 基生成，细胞膜磷脂受其攻击导致脂质过氧化，细胞膜流动性降低、通透性增高， 线粒体肿胀，溶酶体受损并释放等一系列变化。Duan等15比较自由基清除系统的 变化发现，与未预处理组相比，仅低氧处理1次组整个脑区的超氧化物歧化酶（SOD ）和谷胱甘肽过氧化物酶的活性明显降低，而海马脂质过氧化物的浓度明显升高。 但是经低氧处理4次后，它们的水平趋向于恢复至正常对照组水平，提示氧自由基 和它们的特异清除酶参与了低氧耐受形成。Rauca等16对成年雄性Wistar大鼠作 低氧预处理（9%O2，91%N2）1h发现，可阻止戊四氮的致痫作用，而用自由基清除剂 PBN能阻止这种低氧预适应的保

9、护作用。Garnier等17事先用低氧（4%O2）处理沙土 鼠后恢复常氧48h或7d，发现海马MnSOD有渐进而持续的表达。以上研究表明，自 由基及其内源性清除酶系统参与了低氧预适应的形成和发展。其他机制 预适应可以降低细胞能量代谢。有实验表明，抑制线粒体复合物、可以形成预 适应，并可试用于提高机体的缺氧耐受能力18。低氧预适应引起的神经保护作用 可以被放线菌酮（一种蛋白合成抑制剂）和放线菌素D（一种RNA合成抑制剂）所抑制， 表明在低氧预适应中有新的基因表达产物形成19。热休克蛋白（HSP）是应激反应 蛋白家族中的一员，Wada等20用高温（41）预处理15min和低氧（8%）预处理新生 大

10、鼠3h后予缺血处理，发现高温和低氧预处理后都不检测到HSP72，只是缺 氧缺血损害本身可诱导背侧纹状体、丘脑（轻度）和海马HSP72的表达，因此认为HS P72似与耐受无关。Garnier等17也发现，沙土鼠低氧预处理后海马未见HSP72表 达。星形细胞则参与细胞间液中K+代谢的调节和利用，维持神经元生存微环境的稳 定，分泌神经营养因子，如神经生长因子，从而参与了预适应保护机制。Garnier 等17用免疫组化和免疫印迹法检测胶质纤维酸性蛋白，并用免疫组化检测isole ctinB4的表达，结果表明沙土鼠低氧处理与小胶质细胞激活无关，而星形细胞却 明显被激活。 3脑低氧预适应的应用前景 虽然脑

11、低氧预适应的机制尚不十分清楚，但是预适应的效应提示脑组织具有自身保 护机制。如能对脑低氧预适应过程中产生的某些物质进行分离、纯化，试用于卒中 和其他缺血缺氧性疾病的治疗中，也许将提高脑神经元等组织对缺血缺氧的耐受性 ，延长治疗时间窗，减轻后遗症，并为脑损伤等疾病的防治提供新的选择。 参考文献 1WebsterKA,DischerDJ,BishopricNH.Cardioprotectioninanvitromodelofhypoxicpreconditioning.JMolCellCardiol,1995,27（1）:453 -458. HeurteauxC,LauritzenI,Widman

12、netal.Essentialroleadenosi ne,adenosineA1receptors,andATP-sensitiveK+channelscerebrali schemicProcNatlAcadSciUSA,92（10）:4666-467 0. SchurrA,ReidKH,TsengMT,Adaptationadultbraintissue toanoxiahypoxiavitro.BrainRes,1986,374（2）:244-248. 4RisingCL,DAlecyLG.Hypoxia-inducedincreasestoleranc eaugmentedby-hy

13、droxybutyratemice.Stroke,1989,20（9）:1219-122 5. 5VannucciRC,TowfighiJ,SJ.Hypoxicpreconditioninghyp oxic-ischemicdamagetheimmaturerat:pathologicmetaboli ccorrelates.Neurochem,1998,71（3）:1215-1220. 6BergeronM,GiddayYuAY,Rolehypoxia-induciblefacto r-1hypoxia-inducedischemictoleranceneonatalratbrain.Ann

14、Ne urol,20XX,48（3）:285-296. 7RuscherK,IsaevN,TrendelenburgG,Inductionindu ciblefactor1oxygenglucosedeprivationisattenuatedp reconditioningculturedneurons.NeurosciLett,254（2）:11 7-120. 8JM,ShahAR,MacerenRG,Nitricoxidemediates cerebr al aprecondition ing.CerebBloodFlowMetab,1999,19（3）:331-340. 9PerezP

15、inzonMA,MumfordPL,RosenthalAnoxicpreconditioni nghippocampalslices:adenosine.Neuroscience,1996,75（3）:687-694. 10ZhangWL,LuGW.ChangesitsA（1）receptorhypox icBiolSignalsRecept,8（4-5）:275-280. 11NakataKatoH,KogureK.Ischemicextracellular a mino acidconcentrationsgerbilhippocampusmeasuredintracereb ralmic

16、rodialysis.ResBul,1994,35（3）:247-251. 12XieHouY.excitatoryaminoacidsprecon ditioning.267-274. 13LiuGinisSpatzprotectscul turedneuronsagainststressviaTNF-ceramide.AmPhys iolPhysiol,278（1）:C144-C153. 14ChenY,HallenbeckJM.Theprotectiveeffectceramideinhypoxia-ischemiainvolvesup-regulationbcl-2an dreduct

17、ionTUNEL-positivecells.21 （1）:34-40. 15DuanYanF,SongX,superoxidedismutase,gluta thioneperioxidaselipidperoxidesmicepreconditio nedhypoxia.19 99,256-260. 16RaucaZerbeR,Jantzeimportancefreehydroxylr adicalsto868（1）:147-149. 17GarnierP,DemougeotBertrandStressresponsehypoxi abrain:HO-1MnSODexpressionglialactivation.Brai n893（1-2）:301-309. 18RiepeMW,LudolphAC.Chemicalpreconditioning:cytoprotectivestr ategy.Biochem,1997,（1-2）:249-54. 19GageAT,StantonPK.Hypoxiatriggersneuroprotectivealterationsgeneheme-containingsensor.1 996,719（1-2）:172-178. 20WadaT,KondohTamakiN.“cross” ischemia847（2）:299-307.