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抗坏血酸对细菌脂多糖引起发育毒性保护作用.docx

1、抗坏血酸对细菌脂多糖引起发育毒性保护作用抗坏血酸对细菌脂多糖引起发育毒性保护作用【摘要】 目的 研究抗坏血酸(AA)对细菌脂多糖(LPS)引起宫内胎儿死亡(IUFD)、生长发育迟缓(IUGR)和骨骼发育迟缓的保护作用。方法 实验1:LPS组小鼠于妊娠第1517d经腹腔注射LPS,LPS+AA组在LPS处理前和/或处理后经腹腔注射给予AA,对照组给予等容量的生理盐水或AA。所有孕鼠于妊娠第18d处死。实验2:LPS组小鼠于妊娠第16d注射LPS,LPS+AA组在LPS处理前和/或处理后经腹腔注射给予AA,对照组给予等容量的生理盐水或AA。LPS处理后6h处死孕鼠。结果 LPS+AA预处理组平均每

2、窝死胎数明显低于单纯LPS处理组,LPS+AA后和预+后处理组平均每窝死胎数与单纯LPS组比较差异无统计学意义;AA预、后和预+后处理均显着抑制LPS引起IUGR和枕骨骨化不全。AA预和后处理均显着抑制LPS引起母肝、胎肝和胎盘组织脂质过氧化,但AA预处理的作用强于后处理。结论 AA预处理通过抑制LPS引起的氧化应激,预防LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓;AA后处理和预+后处理对抗LPS引起IUGR和骨骼发育迟缓,但对LPS引起的IUFD无明显保护作用。【关键词】 细菌脂多糖 细菌脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)是革兰阴性细菌细胞壁结构中的类脂多糖,广泛存在于人

3、和动物的消化道内1。LPS引起的胚胎吸收、宫内胎儿死亡(intra uterine fetal death,IUFD)和早产已经得到证实2。本课题组前期研究发现,母鼠妊娠晚期接触LPS引起胎儿宫内生长发育迟缓(intra uterine growth retardation,IUGR)和骨骼发育迟缓,活性氧(ROS)可能参与了LPS引起的胚胎发育毒性3,4。抗坏血酸(AA)是重要的水溶性抗氧化剂,本文重点探讨AA对LPS引起小鼠IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓的保护作用。1 材料与方法1 1 试剂 细菌脂多糖(EschericlSia coli LPS,serotyoe 0127:B8)和抗坏

4、血酸(ascorbic acid,AA)(美国Sigma公司)。1 2 动物及实验方法 清洁级ICR小鼠(78周,雄性3032g,雌性2628g)(北京维通利华实验动物公司)。实验前适应性喂养1周(自由饮食,昼夜均衡,温度2025,湿度(505)%。交配时,按24(雄雌)于21:00合笼,次日7:00检查雌鼠阴栓,查到阴栓者定为妊娠第0d。分2个实验。实验1:孕鼠随机分为单纯LPS处理组,LPS+AA预、后和预+后处理组及对照组,所有孕鼠均于妊娠第1517d给药。单纯LPS处理组仅注射LPS(75g/kg,ip);LPS+AA预处理组孕鼠注射LPS前0 5h给予AA(500mg/kg,ip);

5、LPS+AA后处理组孕鼠注射LPS后3h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA预+后处理组孕鼠注射LPS前0 5h和后3h各给予500mg/kg的AA;对照组给予等容量生理盐水或AA。所有孕鼠于妊娠第18d处死,记录活胎、死胎、吸收胎数和流产数,秤量活胎体重,测量身长和尾长,并评价活胎鼠骨骼发育情况。实验2:分组同实验1,每组11只,所有孕鼠均于妊娠第16d给药。单纯LPS组仅注射LPS(75g/kg,ip);LPS+AA预处理组孕鼠注射LPS前0 5h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA后处理组孕鼠注射LPS后3h给予AA(500mg/kg,ip);LPS+AA预+后处

6、理组孕鼠注射LPS前0 5h和后3h各给予500mg/kg的AA;对照组给予等容量生理盐水或AA。LPS处理后6h处死孕鼠,取母肝、胎肝和胎盘,检测丙二醛(MDA)和谷胱甘肽(GSH)水平。1 3 氧化应激水平测定 用Griffith法5测定组织GSH含量。通过测定脂质过氧化的羰基产物MDA含量反映组织的氧化应激水平,MDA含量测定采用硫代巴比妥酸反应底物(TBARS)比色法8。蛋白含量用Lowry法7测定。1 4 统计分析 采用SPSS 12 0统计软件进行方差分析和两样本t检验。2 结果2 1 AA对LPS引起IUFD的影响 单纯LPS处理组平均每窝死胎数显着高于对照组(0 11 1)与(

7、8 22 0),P0 01,LPS+AA预处理组平均每窝死胎数显着低于单纯LPS处理组(3 14 5)与(8 22 0),P0 01。LPS+AA后处理组(5 46 3)和预+后处理组(6 25 2)平均每窝死胎数与单纯LPS处理组(8 22 0)比较差异无统计学意义(P0 05)。2 2 AA对LPS引起骨骼发育迟缓的影响(表1) 母鼠妊娠晚期给予LPS引起胎鼠枕骨、胸骨、尾椎骨、前指骨和后掌(趾)骨骨化不全;AA预处理、后处理和预+后处理均显着抑制LPS引起枕骨、后掌(趾)骨骨化不全。2 3 AA对LPS引起IUGR的影响(表2) 母鼠妊娠晚期给予LPS显着降低活胎体重、身长和尾长,AA预

8、处理、后处理和预+后处理均显着抑制LPS引起IUGR。表1 AA对LPS引起骨骼发育迟缓的影响注:e枕骨评分:1=正常,4=上枕骨未见骨化点;与对照组比较,a P0 05,b P0 01;与LPS组比较,c P0 05,d P0 01表2 LPS和AA对宫内胎儿生长发育迟缓的影响注:与对照组比较,b P0 01;与LPS组比较,d P0 012 4 AA对LPS引起组织MDA水平升高的作用(表3) 母鼠妊娠晚期给予单剂量LPS,母肝、胎肝和胎盘组织MDA水平显着升高(P0 01)。LPS+AA预处理组母肝、胎肝和胎盘组织MDA水平显着低于单纯LPS处理组(P0 01);LPS+AA后处理组胎肝

9、和胎盘组织MDA水平明显低于单纯LPS处理组(P0 05),但母肝组织MDA水平与单纯LPS比较,差异无统计学意义(P0 05);LPS+AA预+后处理组母肝和胎盘组织MDA水平显着高于LPS+AA预处理组(P0 01)。表3 AA对LPS引起MDA升高的作用注:与对照组比较,b P0 01;与LPS组比较,c P0 05,d P0 01;与LPS+AA预处理比较,e P0 012 5 AA对LPS引起组织GSH降低的影响 母鼠给予单剂量LPS,母肝、胎盘和胎肝组织GSH含量分别为(22 52 1),(3 701 60),(12 41 2)nmol/(mg prot),显着低于对照组(P0 0

10、1)。AA处理后,母肝、胎肝和胎盘组织GSH水平进一步降低。3 讨论本研究结果显示,母鼠妊娠第1517d经腹腔给予LPS,平均每窝死胎数显着增加。此外,LPS显着降低活胎平均体重、身长和尾长,并延缓胎鼠枕骨、胸骨、尾椎骨、前指骨和后掌(趾)骨骨化。结果表明,母鼠妊娠晚期接触LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓。进一步研究发现,LPS+AA预处理组平均每窝死胎数显着低于单纯LPS处理组,AA预处理显着抑制LPS引起活胎平均体重、身长和尾长下降,并逆转LPS,引起的枕骨骨化不全。这些结果提示,AA预处理明显减弱LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓。AA是重要的水溶性抗氧化剂。文献资料证

11、实,AA能直接清除机体产生的氢氧自由基(OH)和超氧阴离子自由基(O-2),预防氧自由基引起的氧化性损伤8。本研究发现,AA预处理显着抑制LPS引起母肝、胎肝和胎盘组织脂质过氧化。结果提示,AA预处理可能通过清除LPS刺激机体产生的ROS,预防LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓。最近研究发现,AA具有双向作用,在有氧微环境下可通过自氧化反应产生去氢抗坏血酸负离子自由基(A-)、O2-和过氧化氢(H2O2)9,过多摄入AA或机体处于有氧状况下可诱导氧化应激并引起机体氧化性损伤10,11。本研究结果显示,AA后处理和预+后处理对LPS引起母肝、胎肝和胎盘组织脂质过氧化的拮抗作用显着弱于AA

12、预处理。进一步观察发现,AA后处理和预+后处理显着减弱LPS引起IUGR和骨骼发育迟缓,但对LPS引起IUFD无抑制作用。综上所述,AA预处理通过抑制LPS引起的氧化应激,预防LPS引起IUFD、IUGR和骨骼发育迟缓;AA后处理和预+后处理显着减弱LPS引起IUGR和骨骼发育迟缓,但对LPS引起IUFD无抑制作用。【参考文献】 1 Romero R,Espinoza J,Mazorendometrial infection/inflammation explain implantation failure,spontaneous abortion,and preterm birth afte

13、r in vitro fertilizationJ .Fertil Steril,2004,82:799-804.2 Rivera DL,Olister SM,Liu X,et 10 attenuates experimental fetal growth restriction and demiseJ.FASEB J,1998,12:189-197.3 Chen YH,Xu DX,Wang JP,etprotects against lipopolysaccharide induced intra uterine fetal death and growth retardation in m

14、iceJ.J Pineal Res,2006,40:40-47.4 Xu DX,Chen YH,Wang H,etof N acetylcysteine on lipopolysaccharide induced intra uterine fetal death and intra uterine growth retardation in miceJ.Toxicol Sci,2005,88:525-533.5 Griffithof glutathione and glutathione disulfide using glutathione reductase and 2 vinylpyr

15、idineJ.Anal Biochem,1980,106:207-212.6 Ohkawa H,Ohishi N,Yagifor lipid peroxidation in animal tissues by thiobarbituric acid reactionJ.Anal Biochem,1979,95:351-358.7 Lowry OH,Rosebrough N J,Farr AL,etmeasurement with the Folin phenol reagentJ.J Biol Chem,1951,193:265-275.8 Sen Gupta R,Sen Gupta E,Dh

16、akal BK,etC and vitamin E protect the rat testes from cadmium induced reactive oxygen speciesJ.Mol Cells,2004,17:132-139.9 Paolini M,Pozzetti L,Pedulli GF,etnature of prooxidant activity of vitamin CJ.Life Sci,1999,64:PL 273-278.10 Harreus U,Baumeister P,Zieger S,The influence of high doses of vitamin C and zinc on oxidative DNA damageJ.Anticancer Res,2005,25:3197-3201.11 Li SD,Su YD,Li M,et mediated Hemolysis in Erythrocytes:Effects of Ascorbic Acid and GlutathioneJ.Acta Biochim Biophys Sin,2006,38:63-69.

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