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刺槐铝胁迫作用

刺槐在四种不同铝浓度的生理生化反应

摘要:

我们设置刺槐扦插四种不同的铝(Al)胁迫浓度(0,0.5,1和2mM),研究其不同的生理生化反应。

结果表明,高铝浓度处理显著地增加了叶绿素a浓度(叶绿素a),叶绿素b,叶绿素a+b(叶绿素a+b),类胡萝卜素(car)含量,相对于其他参数,在叶片中C/N比值,叶绿素a、b比和氮含量显著降低。

在所有的水平类胡萝卜素/叶绿素a+b只观察到一个显着的增加;所有和Al2应力条件下,检测丙二醛(MDA)无显著变化,电导率,超氧化物歧化酶(SOD)、过氧化物酶(GPX)。

过氧化氢酶(CAT),下Al2和Al3条件下,观察到了显着的增加。

在铝胁迫叶片C含量明显下降时,茎和根的C含量显著下降。

此外,在各处理叶片和茎中的含量具有显著的相关性。

此外,根N含量显著正相关。

关键词:

铝处理;铝含量;碳含量;氮含量;刺槐。

1.简介

铝(Al)是世界上最丰富的金属,是地壳中含量第三丰富的元素。

然而,Al以可溶性形式在酸性土壤中,可以抑制植物的生长和生产力,也可解释部分在世界的许多地区森林衰退。

高铝浓度是已知会影响植物的生长,发育和生理过程的因素。

例如,它引起的营养不足,尤其是钙缺乏由于Ca2+位移假设。

同时,在成熟叶片的针叶林和阔叶树种营养不足。

此外,Al对氧化应激的影响已被观察到。

铝的毒性的机制是复杂的,它仍然不清楚。

此外,对铝的毒性和耐受性的研究主要集中在根尖,这被认为是一个铝毒的主要因素。

尽管有充足的证据表明,铝可以在许多树种叶积累,很少有研究探讨叶中的毒性和耐受性的机制,特别是在植物三个器官。

植物物种和基因型的不同导致对Al耐受能力不同。

例如,一年生植物比多年生植物耐Al性更强,因为它们的生命周期较短,使它们能够在一个较短的时间产生各种基因型。

此外,近一个世纪前已有了农艺物种的毒性记录,近年来人为土壤酸化日益增加。

此外,为耐铝小麦品种的选择,大麦和大豆在扩大生产是非常成功的。

然而,木本植物虽然在木本植物耐铝基因的存在但没有类似的计划启动。

刺槐(RobiniapseudoacaciaL.)是许多温带森林生态系统的重要组成部分,在世界各地的经济和生态起到重要作用。

此前,一些领域和温室实验结果已证实了[CO2]浓度、水压、不同根区氮的浓度和激素对刺槐的影响。

然而,很少研究表明铝浓度是如何影响植物生长的。

我们研究的目的是分析1年生刺槐幼苗对四种不同铝浓度的反应。

值得指出的是,我们主要研究以下几个方面:

(1)铝浓度的增加对刺槐生理生化的影响。

(2)在外部施加四种不同Al的浓度下,三个器官中Al积累和分配,;(3)叶中碳(C)和氮(N)含量与茎和根中碳氮含量的相关性,C、N的代谢是如何相互作用?

进一步说,研究在木本植物中金属积累和解毒的机制将帮助我们理解植物如何修复。

此外,刺槐具有相对小的基因组(637MBP),因此它比较合适基因组实验。

2.材料和方法

2.1.植物材料和实验设计

刺槐是此项实验研究的植物。

样品采集于中国的北方聊城大学,(36°27′N,115°57′E),在2009年3月从20棵树中剪得枝条。

在发芽和生长约一个月,健康的植株高度大致相等,然后被选为5L塑料罐子装满了均质土。

这些植物被种植在半控制环境条件在一个自然的光线和温度范围内的温室15.0-30.0°C和相对湿度范围的50-80%,提供800毫升Hoaglands营养液。

选定的属性的土壤在这项研究中的应用是:

有机碳5.50±1.22g公斤1、总氮0.37±0.03毫克g1。

Hoaglands营养液包括5mMCa(NO3)2﹒4H2O,5mMKNO3,2mMMgSO4﹒4H2O,1mMKH2PO4,0.1mMEDTA-Fe,46µMH3BO3,9.1µMMnCl2﹒4H2O,0.32µMCnSO4﹒4H2O,0.76µMZnSO4﹒7H2Oand0.5µMH2MoO4﹒H2O。

培养一个月后,幼苗进行铝胁迫。

2.2。

测定叶绿素和类胡萝卜素浓度

样品收集完全展开叶的叶绿素浓度测定。

样品要称重,然后基于80%丙酮在室温下与少量的MgCO3。

然后叶绿素(Chla,Chlb和Chla+b)和类胡萝卜素含量使用分光光度法(uv-330,美国Unicam)在470nm、646nm和663nm进行测定。

2.3。

丙二醛和膜透性的测定

脂质氧化损伤被表示为丙二醛(MDA)。

称树叶(0.5g)10毫升10%同质化三氯乙酸(TCA),12000×g离心10分钟。

在上清中加入2毫升0.6%硫代巴比土酸(TBA)。

混合物放入开水中煮30分钟,然后迅速冷却在冰浴。

在10000×g离心后10分钟,MDA含量测定,上层清液在440nm、532nm和600nm的吸光度。

电导率是离子浸出结果,叶子(0.3g)用去离子水清洗三次去除表面粘附电解质,然后放置在封闭瓶含有10毫升的去离子水,25°C孵化4h,随后,溶液的电导率的测定(C1)。

导电性使用电导率仪(LC116,梅特勒-托利多仪器有限公司、上海、中国)记录。

离子渗漏是计算使用以下公式:

电导率(%)=(C1/C2)×100.

2.4。

酶化验

对于每个群体和处理,样品被运到实验室在黑暗中置于冰上,温度接近0°C。

酶的提取使用一个冰冷的研钵,60毫克样品和1毫升提取液:

超氧化物歧化酶(SOD),过氧化物酶(GPx)(100mM磷酸盐缓冲pH7.8,0.1mMEDTA和0.1%TritonX-100,pH值7.8)。

由此产生的匀浆,在4°C12000×g离心20分钟。

上清的收集和用于酶活性测定。

总SOD活性被描述为测量能够抑制光化学还原的NBT。

反应混合物的总容积3毫升含0.3毫升每20µM核黄素,150毫米和600µMl蛋氨酸和0.1毫升NBT的提取。

这个反应是开始外加核黄素和进行了20分钟的辐照度下170µmol光子。

在560nm的吸光度测定,提取体积造成50%抑制NBT还原作为一个单位的活动。

过氧化氢酶(CAT)活性测定,正如前面所描述的,检测到3毫升50毫升磷酸钾缓冲液(pH值7.8)包含3毫升过氧化氢。

一个单位被定义为分解1mmol过氧化氢的量。

2.5。

铝测定

样品浸泡在0.2%EDTA2h和去离子水冲洗干净,消除可能的化学污染,分为根、茎、叶,然后干80°C(48小时)和体重。

这些样品是第一个在一个混合的HNO3:

HClO4(3:

1)。

然后铝的浓度使用一个分光光度计(AAS,日立180-80型)。

2.6。

碳和氮含量测定

样品的叶子、茎和根是地面和经过20筛网干后在80ºC,36h。

总含量的氮(N)和有机碳(C)是由半微量凯氏法和的快速重铬酸盐氧化技术。

总CN比(C:

N)计算为一个估计长期氮利用效率。

2.7。

统计分析

进行统计分析与统计软件SPSS11.5版。

单向方差分析是用来确定差异的四个铝浓度。

双变量相关系数用于确定C含量之间的关系,在叶片、茎和根N含量和C/N比值。

3.结果

3.1四个铝浓度影响叶绿素浓度和类胡萝卜素浓度

Chla的浓度,Chlb和Chla+b显著提高铝浓度增加(表1)的。

三个高铝浓度明显降低Chla/b的,同时显著提高类胡萝卜素的含量。

然而,有一个类似的趋势在Chla/b和类胡萝卜素的内容都在Al1和Al2胁迫下无显著差异,。

在关系到类胡萝卜素/Chla+b,只有一个显著增加(表1)。

3.2Al浓度对ROS的新陈代谢的影响

正如所指出的那样,MDA含量显著增加,电导率(表2)。

Al2Al1在MDA和电导率观测并无明显的变化。

与此同时四个铝浓度中SOD、GPx相似,在MDA和电导率。

此外,CAT的活动有显著增加,Al2条件下都几乎没有明显变化(表2)。

3.3Al在叶、茎和根含量

铝浓度在茎和根显著提高,特别是更高的铝浓度。

与根,在所有处理中在叶和茎Al含量较低(图1)。

3.4铝碳和氮在叶、茎和根的含量

当Al2和与处理时叶子C含量明显降低,发现在所有处理中C含量叶和茎、根和茎显著相关性。

此外,根C含量与茎N含量显著相关(表3)。

此外,根N含量显著相关(表3)。

而叶和根中,C/N比值高于茎在所有处理(图4)。

4.讨论

不同浓度的铝胁迫显著增加了刺槐的叶绿素a、叶绿素b、总叶绿素含量和类胡萝卜素含量,而对类胡萝卜素/总叶绿素而言,只在第一个增强的铝浓度下出现显著增加。

在前两个铝浓度的胁迫条件下细胞膜系统几乎没有受到损害,具体表现为丙二醛和电导率含量、各种酶活性水平在两种铝浓度下没有发生显著变化。

这些都在一定程度上说明了刺槐对前两种铝浓度胁迫具有一定抗性。

在最高的铝浓度胁迫下,刺槐的上述各生理指标均表现出显著变化。

刺槐会通过根部碳含量的增加平衡叶片碳含量的减少,将碳更多的分配到根部以增加其渗透调节功能达到克服胁迫的作用。

铝胁迫显著降低了植物对矿质元素的吸收,导致三个器官中的氮含量在三种铝浓度胁迫下均显著下降,降低了刺槐的长期氮利用效率。

刺槐植株中氮元素含量主要在叶片中积累,说明其吸收硝酸盐主要储存在叶片中,以减少对根吸收能力的影响。

从本研究结果看来,建议可在野外,特别是有铝污染的工业化地区进行大规模刺槐种植以起到对铝污染的适度抑制和减缓。

表1四种不同铝浓度对叶绿素浓度(Chla,ChlbChla+b和Chla/b)和类胡萝卜素(Car)的影响

表2四种不同铝浓度对丙二醛(MDA),电导率(电解质渗透率(EL)),超氧化物歧化酶(SOD),谷胱甘肽过氧化酶(GPx),过氧化酶(CAT)的活性的影响

 

参考文献

[1]N.E.Nagy,C.G.Fossdal,L.S.Dalen,A.Lönneborg,I.Heldal,Ø.Johnsen,EffectsofRhizoctoniainfectionanddroughtonperoxidaseandchitinaseactivityinNorwayspruce(Piceaabies),Physiol.Plant.120(2004)465-473.

[2]R.Minocha,S.Long,EffectsofaluminumonorganicacidmetabolismandsecretionbyredsprucecellsuspensionculturesandthereversalofAleffectsongrowthandpolyaminemetabolismbyexogenousorganicacids,TreePhysiol.24(2004)55-64.

[3]D.L.Jones,S.Gilroy,P.B.Larsen,S.H.Howell,L.V.Kochian,EffectofaluminumoncytoplasmicCa2+homeostasisinroothairsofArabidopsisthaliana(L.),Planta206(1998)378-387.

[4]R.Minocha,W.C.Shortle,G.B.Lawrence,M.B.David,S.C.Minocha,Arelationshipamongfoliarchemistry,foliarpolyamines,andsoilchemistryinredsprucetreesgrowingacrossthenortheasternUnitedStates,PlantSoil191(1997)109-122.

[5]R.Minocha,J.D.Aber,S.Long,A.H.Magill,W.McDowell,FoliarpolyamineandinorganicioncontentinrelationtosoilandsoilsolutionchemistryintwofertilizedforeststandsattheHarvardforest,Massachusetts.PlantSoil222(2000)119-137.

[6]Y.Yamaguchi,Y.Yamamoto,H.Ikegawa,H.Matsumoto,Protectiveeffectofglutathioneonthecytotoxicitycausedbyacombinationofaluminumandironinsuspension-culturedtobaccocells,Physiol.Plant.105(1999)417-422.

[7]Y.Yamamoto,Y.Kobayashi,S.R.Devi,S.Rikiishi,H.Matsumoto,Aluminumtoxicityisassociatedwithmitochondrialdysfunctionandtheproductionofreactiveoxygenspeciesinplantcells,PlantPhysiol.128(2002)63-72.

[8]K.Zheng,J.W.Pan,L.Ye,Y.Fu,H.Z.Peng,B.Y.Wan,Q.Gu,H.W.Bian,N.Han,J.H.Wang,B.Kang,J.H.Pan,H.H.Shao,W.Z.Wang,M.Y.Zhu,Programmedcelldeath-involvedaluminumtoxicityinyeastalleviatedbyantiapoptoticmemberswithdecreasedcalciumsignals,PlantPhysiol.143(2007)38-49.

[9]S.,Zheng,J.Yang,Targetsitesofaluminumphytotoxicity,BiologiaPlanta.49(2005)321-331.

[10]J.F.Ma,Syndromeofaluminumtoxicityanddiversityofaluminumresistanceinhigherplants,Int.Rev.Cytol.264(2007)225-252.

[11]L.V.Kochian,Cellularmechanismsofaluminumtoxicityandresistanceinplants.Ann.Rev.PlantPhysiol.PlantMol.Biol.46(1995)237-260.

[12]H.Matsumoto,Cellbiologyofaluminumtoxicityandtoleranceinhigherplants,Int.Rev.Cytol.200(2000)1-46.

[13]H.E.,Young,V.P.Guinn,ChemicalelementsincompletematuretreesofsevenspeciesinMaine.J.Tech.Assoc.PulpPaperIndustry49(1966)190-197.

[14]M.B.David,B.Cote,G.F.Vance,Aluminuminfoliageandbarkofblackalder,easterncottonwood,andwhitebasswood,ForestryResearchReport88-7.Agric.Expt.Stn.,Univ.(1988)Illinois,Urbana6p.

[15]W.P.Robarge,J.M.Pye,R.I.Bruck,Foliarelementalcompositionofspruce-firinthesouthernblueridgeprovince,PlantSoil114(1989)19-34.

[16]R.M.Heisey,GrowthtrendsandnutritionalstatusofsugarmaplestandsontheAppalachianPlateauofPennsylvania,USA,WaterAirSoilPollut.82(1995)675-693.

[17]S.Wei,Q.Zhou,X.Wang,Identificationofweedplantsexcludingtheuptakeofheavymetals,Environ.Int.31(2005)829-834.

[18]B.L.Hartwell,F.R.Pember,Thepresenceofaluminumasareasonforthedifferenceintheeffectofsocalledacidsoilsonbarleyandrye,SoilSci.6(1918)259-277.

[19]W.deVries,E.E.J.M.Leeters,C.M.A.Hendriks,EffectsofaciddepositiononDutchforestecosystems,WaterAirSoilPollut.85(1995)1063-1068.

[20]G.E.Likens,C.T.Driscoll,D.C.Buso,Long-termseffectsofacidrain:

responseandrecoveryofaforestecosystem,Science272(1996)244-246.

[21]J.Nowak,A.L.Friend,AluminumfractionsinroottipsofslashpineandloblollypinefamiliesdifferinginAlresistance,TreePhysiol.25(2005)245-250.

[22]R.D.Rhue,Differentialaluminumtoleranceincropplants,InStressPhysiologyofCropPlants.Eds.H.Mussel1andR.C.Staples.WileyIntersciencePublication.NewYork,(1979)pp62-80.

[23]U.Seeling,DieRobinie-nureinExotimdeutschenWald?

ForstundHolz52(1997)81-86.

[24]T.DeGomez,M.R.Wagner,Cultureanduseofblacklocust,HortTechnol.11(2001)279-288.

[25]E.Magel,A.Drouet,A.Claudot,H.Ziegler.FormationofheartwoodsubstancesinthestemwoodofRobiniapseudoacaciaL.I.Distributionofphenylalanineammonium-lyaseandchalconesynthaseacrossthetrunk,Trees5(1991)203-207.

[26]E.Magel,C.Jay-Allemand,H.Ziegler,FormationofheartwoodsubstancesinthestemwoodofRobiniapseudoacaciaL.:

II.Distributionofnonstructuralcarbohydratesandwoodextractivesacrossthetrunk,Trees8(1994)165-171.

[27]C.Hillinger,W.Höll,H.Ziegler,LipidsandlipolyticenzymesinthetrunkwoodofRobiniapseudoacaciaL.duringheartwoodformation.I.Radialdistributionoflipidclasses,Trees10(1996a)366-375.

[28]C.Hillinger,W.Höll,H.Ziegler,LipidsandlipolyticenzymesinthetrunkwoodofRobiniapseudoacaciaL.duringheartwoodformation.II.Radialdistributionoflipasesandphospholipases,Trees10(1996b)376-381.

[29]S.Hauch,E.Magel,Extractableactivitiesandproteincontentofsucrose-phosphatesynthase,sucrosesynthaseandneutralinvertaseintrunktissuesofRobiniapseudoacaciaL.arerelatedtocambialwoodproductionandheartwoodformation,Planta207(1998)266-274.

[30]Z.Feng,J.Dyckmans,H.Flessa,EffectsofelevatedcarbondioxideconcentrationongrowthandN2fixationofyoungRobiniapseudoacacia,TreePhysiol.24(2004)323-330.

[31]T.G.Ranney,T.H.Whitlow,N.L.Bassuk,Responseoffivetemperatedeciduoustreespeciestowaterstress,TreePhysiol.6(1990)439-448.

[32]K.H.Johnsen,B.C.Bongarten,AllometryofacetylenereductionandnodulegrowthofRobiniupse

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