完整word版动物实验报告.docx

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完整word版动物实验报告

实验动物学实验报告

学院：

学号：

姓名

时间：

实验一：

小鼠实验

一、实验目的

1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；

2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；

3、掌握小鼠的标记方法；

4、掌握小鼠的基本采血技术；

5、掌握小鼠的常用给药方法；

6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；

二、实验材料

1、实验动物：

每组两只雌鼠，两只雄鼠；

2、实验器械及试剂：

鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；

三、实验内容及方法

1、小鼠的抓取和固定

抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

2、小鼠的雌雄鉴别

雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。

幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。

另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。

3、小鼠的标记方法

1）耳孔法

用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。

2）剪趾法

适用于出生一周以内新生仔鼠；

3）染色法

用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。

4、小鼠的基本采血

1）剪尾采血

当所需血量很少时采用本法。

固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。

将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。

取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。

也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。

这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。

2）眼眶后静脉丛取血

当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。

用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。

刺入深度小鼠2～3mm。

当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。

得到所需的血量后，拨出毛细管。

若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。

3）心脏取血

动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。

在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。

此法要求实验者掌握以下要点：

要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。

若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。

5、小鼠的常用给药方法

1）经口给药：

小鼠灌胃

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。

若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。

一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；

2）皮下注射给药

皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。

操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。

3）肌肉注射给药

小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。

当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。

操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。

将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。

4）腹腔注射给药

左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。

固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

5）尾静脉注射给药

鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。

操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。

动进入注射器。

6、小鼠的解剖

将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。

用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。

 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察

1）肺：

分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。

2）心脏：

呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。

3）肝：

附于隔上，呈暗褐色，分5叶。

4）胃：

分贲门、幽门、胃底及胃体。

5）肠：

分小肠和大肠。

小肠包括回肠、空肠和十二指肠。

6）脾：

脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。

7）胰：

在十二指肠附近，呈粉红色。

8）肾：

右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。

9）卵巢和子宫：

卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。

小鼠为双角子宫，为Y字形。

10）睾丸：

小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。

实验二：

大鼠实验

一、实验目的

1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；

2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；

3、掌握大鼠的标记方法；

4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；

5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；

6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；

二、实验材料

1、实验动物：

每组SD大鼠2只（1雌1雄）；

2、实验器械及试剂：

鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；

三、实验内容及步骤

1.抓取和固定

右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。

轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。

其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。

注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。

2.性别鉴定

成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：

距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：

距离短，毛发稀疏。

3.给药

1）灌胃:

将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。

抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。

若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。

一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。

2）腹腔注射：

左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。

针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。

固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

3）尾静脉注射：

鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。

操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。

注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。

如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。

（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。

4）皮下注射：

将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。

注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。

5）皮内注射：

小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。

若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。

为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。

4.麻醉：

抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。

若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。

若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。

5.釆血

1）尾静脉采血

先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。

2）心脏釆血：

将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。

右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。

此时固定针管及心脏的位置，继续采血。

采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。

（每次采血量可达2~3ml）。

3）腹主动脉采血：

将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。

一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml，采样过程迅速。

6.大鼠解剖；

将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上，仰位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。

用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。

 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察：

1）肺：

分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。

2）心脏：

呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。

（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）。

3）肝：

紧邻隔下，呈暗褐色，分7叶，无胆囊。

4）胃：

分贲门、幽门、胃底及胃体。

5）肠：

分小肠和大肠。

小肠包括回肠、空肠和十二指肠。

6）脾：

脾斜卧在胃的左侧，呈