观察狗的肌肉的实验报告Word下载.docx

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它有两种形式，即运动单位数量的总和与频率效应的总和。

　　4.刺激强度与骨骼肌收缩反应

　　利用电脉冲刺激离体的神经肌肉标本，可观察到收缩总和的现象。

实验证明刺激增加，参与收缩的运动单位增（:

观察狗的肌肉的实验报告）加，收缩的强度亦增加。

刺激支配腓肠肌的坐骨神经或直接刺激腓肠肌时，不同的刺激强度会引起肌肉的不同反应。

当全部肌纤维同时收缩时，则出现最大的收缩反应。

这时，即使再增大刺激强度，肌肉收缩的力量也不再随之加大。

可以引起肌肉发生最大收缩反应的最小刺激强度为最适刺激强度。

　　三．实验设备

　　１．实验材料：

青蛙一只。

　　２．实验试剂：

任氏液。

　　３．实验器材：

张力换能器（双凹夹和肌动器）、支架、玻璃针、镊子、手术剪、普通剪、神经剪、绳子、蜡盘、培养皿、胶头滴管、铜锌弓、生理信号采集系统、电脑、电极线。

　　四．方法与步骤

　　1.蛙坐骨神经-腓肠肌标本的制备

　　将探针在枕骨大孔处垂直插入，先是左右摆动探针以横断脑和脊髓的联系，再将探针向前方插入颅腔，旋转并摆动探针以捣毁青蛙的脑组织。

将探针转向后方并插入脊椎管内。

　　将动物腹位放在蜡盘上。

在两前肢的下方将皮肤做环周切开。

用带齿镊或手撕去前肢以下的全部皮肤。

剪开腹壁，在尾杆骨上方2～3节脊椎处，拦腰剪断脊柱和上半段蛙体。

弃掉蛙体上半段后的标本置于盛有任氏液的培养皿中。

　　取一腿放于蛙板上，将标本背侧向上放置。

顺神经走向剪去沿途的小分支，将神经从半膜肌和股二头肌的肌缝中分离出来。

再使标本腹面向上，沿神经向腰部的走向，用玻璃针小心剥离，剪去神经干上的所有分支，然后从脊柱根部将坐骨神经剪下（连一小块脊椎骨）。

将游离的坐骨神经搭于腓肠肌上；

在膝关节周围剪掉大腿的全部肌肉；

用粗剪刀将股骨刮干净，然后在股骨中部剪断，保留一小段股骨。

在膝上约2cm处剪断股骨。

认清小腿上的腓肠肌，并在其跟腱下方穿线打方结，保留结线8厘米长。

提起结线剪断跟腱，游离腓肠肌。

游离腓肠肌至膝关节处，在膝下剪断胫骨。

标本制备完成，将其放在任氏液中浸泡待用。

用锌铜弓（电极）检查标本的活性正常与否。

　　2.连接装置和仪器设备

　　将电脑和生理信号采集系统打开，并将其连接。

将支架和双凹夹、肌动器及张力换能器连接，用电极线将张力换能器连接。

拿出泡在任氏液中的标本，使神经放在肌动器电极上，肌肉一端的绳子结在换能器的小孔上，使线垂直，肌肉处于合适的松紧度。

　　3.实验观察

　　①选定实验项目后，在弹出的刺激器参数设置菜单中，首先将“强度递增刺激”模式改为“单刺激”，刺激波宽设为1ms，并将默认的刺激幅度适当调高。

　　②点“开始采集”快捷键，查看显示屏上是否出现扫描线，进一步“调零”和调节“扫描速度”。

　　③在连线扫描的基础上，点“刺激”键，给予标本单刺激，观察标本有无反应，显示屏上是否有收缩波出现。

如果标本没有收缩反应，在确定标本活性正常的情况下，这时应一边增强刺激方波的电压（刺激强度），一边再刺激观察，同时要注意，仪器有无正常的刺激输出，刺激电极是否与标本接触良好。

如果有收缩反应，却记录不出收缩波形，则应检查换能器、采集系统、信号输入连线等，并调节仪器灵敏度等参数，直到显示出收缩波形。

　　④在确定仪器、标本、装置等均无问题，能记录到肌收缩波形的前提下，实验条件不变，进一步改变（减小）刺激电压，测出刺激的“阈值”0.17V。

　　⑤将刺激参数调回“强度递增单刺激”的模式（组内刺激脉冲数为

　　篇二：

动物实验报告

　　实验一大、小鼠的基本实验操作

　　一、实验目的:

通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固

　　定、性别鉴定、给药、采血。

　　二、实验动物：

昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器

　　4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。

　　三、实验步骤

　　1、抓取和固定

　　1.1抓取：

左手抓小鼠的尾根部

　　1.2固定：

左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇

　　指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。

　　1.3同样操作将大鼠抓取和固定

　　2、性别鉴定：

　　2.1抓取和固定小鼠

　　2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。

雄性：

距离长，毛发密（和其他部

　　位一样）；

雌性：

距离短，毛发稀疏。

　　2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。

　　3.给药

　　3.1灌胃法

　　3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。

　　3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，

　　再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。

　　3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，

　　此时可将药液灌入。

　　3.1.3用大鼠重复同样操作

　　3.2注射给药

　　3.2.1皮下注射

　　3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，

　　3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注

　　射部位隆起。

拨针时，以手指捏住针刺部位

　　3.2.1.3用大鼠重复同样操作

　　3.2.2腹腔注射

　　3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，

　　3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角

　　斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。

　　3.2.2.3用大鼠重复同样操作

　　3.2.3尾静脉注射

　　3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，

　　3.2.3.2用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，

　　3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。

　　3.2.3.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔

　　针后随即以干棉球按住注射部位以止血。

　　3.2.3.4用大鼠重复同样操作

　　4取血

　　4.1内眦取血：

　　4.1.1左手固定小鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血。

　　4.1.2右手持毛细采血管，以45度从内眼刺入，并向下旋转，感觉刺入血管后，再向

　　外边退边吸，使血液顺承血管自由流入小管中，

　　4.1.3当得到0.5ml血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血

　　4.1.4用大鼠重复同样操作

　　五、实验讨论

　　1、小鼠抓取的感受：

小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大

　　鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套（帆布或硬皮质均可）。

　　如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法

　　2、小鼠尾静脉注射感受：

　　2.1尾静脉注射时，可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭，可使血管扩张，同时也可软化表皮角质。

　　2.2如反复注入，应尽可能从尾末端开始，以后向尾根部方向移动注射先远后尽，不要

　　一开始就从尾根部，失败了无法选取注射部位；

再次，进血管后注意保持稳定，针尖很容易

　　刺穿血管的。

　　2.3尾静脉就在尾巴的正左右两边，先用酒精用力擦，可以去掉部分角质，然后按住近

　　心端让充血，就很容易看到了。

　　3.灌胃

　　3.1针头插入食道过程中，若动物挣扎厉害，应退出后灌胃针，待动物安静后重新插入。

　　切不可强行插入，以免损伤食道或误入气管导致动物死亡。

　　3.2当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压说

　　明灌胃针未插入气管，此时可将药液灌入。

篇二：

动物实验报告动物实验（小鼠）的一般操作技术实习日期：

20XX—11—13

　　一目的和要求：

　　通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的

　　去除给药途径麻醉采血和处死等方法。

　　二实习内容：

　　1实验动物的抓取

　　2实验动物性别的鉴定3实验动物编号的标记方法4实验动物被毛的去除

　　5实验动物的给药途径和方法6实验动物的麻醉

　　7实验动物的采血

　　8实验动物的处死方法9解剖

　　三实验的方法

　　1小鼠的抓取：

抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食

　　指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，

　　即可做其他实验操作作用。

　　2小鼠性别的鉴定：

抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。

距离远的为雄性，

　　距离近的为雌性。

成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。

3小鼠编号的标记方法：

用被毛染色法做小鼠编号。

用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，

　　左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，

　　右后肢为9。

用两种颜色可以染到99。

4小鼠被毛去除：

有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。

5给药途径和方法：

给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。

　　用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。

用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，

　　针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。

6小鼠的麻醉：

麻药有挥发性的和非挥发性两种。

给药途径有吸入性麻醉，注射给药。

　　小鼠一般用腹部麻醉的方法。

用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。

抓取小

　　鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。

注入麻

　　药5分钟后，小鼠失去知觉。

7小鼠的采血的方法：

有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。

将

　　小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。

用锋利的刀片切断一根尾静

　　脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。

8小鼠的处死方法：

用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。

9解剖：

从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前

　　列腺性腺顺序。

然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏

　　的采血。

然后再看颈部的解剖。

最后解剖头部。

　　四讨论和结论：

　　通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给

　　药途径麻醉采血和处死等方法。

为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。

试验报告（三）

　　一、试验目的：

1。

掌握豚鼠、兔、狗的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、编号、

　　性别鉴定、给药、麻醉、采血、处死的方法。

　　2．兔子的抓取和固定、被毛的去除、性别的鉴定、给药、采血和处死的方法。

　　3．犬的抓取和固定、采血的方法。

　　二、试验对象：

豚鼠，兔，犬。

　　三、试验步骤：

（一）：

豚鼠：

　　1．抓取和固定：

先用手掌抓住背部，将手张开，用拇指和食指握住颈部，再拿起来。

　　2．编号：

同大鼠。

　　3．性别鉴定：

雄性生殖孔呈圆形，雌性生殖孔呈椭圆形。

　　4．给药、麻醉、采血（无尾静脉采血）、处死同大鼠。

（二）：

兔：

当兔子安静下来时，用右手抓住颈部的被毛与皮肤，提起兔，然后用左

　　手托住其臀部，兔身的重量大部分落在手上。

　　2．被毛的去除：

多采用剪毛法。

剪毛部位事先用纱布蘸生理盐水予以湿润，用弯头手术

　　剪紧贴其皮肤依次将所需部位的被毛剪去。

　　3．性别的鉴定：

将生殖器附近的皮肤拔开，雄性可见一圆形孔，里面露出阴茎；

雌性此

　　处为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形间隙，下端有阴道开口处。

　　4．给药：

（1）经口灌胃法：

灌胃时用一木制的张口器（纺锤状，正中开小孔）横放于上

　　下鄂之间，用绳固定。

这时用左手抓住其嘴，右手将一细导尿管由张口器中央小孔插入，进

　　入食管和胃。

经导尿管缓慢注入5ml生理盐水。

（2）耳缘静脉注射法：

剪去耳缘部被毛，酒精擦拭并轻弹欲注射部位，促进静脉充盈。

　　然后以左手拇指和食指压住耳根部，右手持注射器，顺血管方向刺入静脉，进针1cm，有血

　　液回流后注入生理盐水2ml。

　　5．采血：

（1）经耳缘静脉采血：

进针方法同耳缘静脉注射法。

（2）耳动脉切割采血：

剪去耳动脉表面被毛，酒精消毒皮肤。

于耳动脉尖端处划破动脉

　　并采血。

　　（3）心脏采血：

剪去心前区被毛，选取左侧心脏搏动最明显的肋间靠近胸骨缘为穿刺点

　　（由剑肋角由下往上左侧第三肋间处）。

消毒皮肤，左手固定，右手持连有七号针头的注射器

　　与穿刺点垂直进针。

顺利回抽到血液后即可采血。

　　6．处死：

空气栓塞法：

同心脏采血法进针到心脏后注入20ml空气。

　　（三）：

犬：

　　1．抓取与固定：

毕格犬抓取容易。

固定也相对容易。

捆绑犬时先绑扎犬嘴。

绑扎方法：

　　用绷带从下颌绕到上颌打一结。

然后绕向下颌再打一结，最后将蹦带牵引到头后，在颈顶上

　　打第三个结。

在这个结上在打一个活结。

　　2．采血：

（1）桡侧静脉采血法：

抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。

用胶皮管绑住其

　　前肢，使静脉充盈。

试验者左手托住其前肢，右手持连有7号针头的注射器刺入内侧面皮下

　　的桡侧静脉。

进针1cm后回抽见血，即可采血。

（2）小隐静脉采血法：

试验者左手托住其后肢，

　　右手持连有7号针头的注射器刺入皮下的小隐静脉。

　　四、试验总结：

兔的心脏采血相对难掌握进针点。

篇三：

动物实验及报告编写要求附模

　　板

　　动物实验报告要求

　　第一部分：

动物实验概述应提供—个动物试验的主要内容提要，该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试

　　验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、

　　试验研究动物、诊断及进入研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治

　　疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准（有效性、安全性）、统计方法、

　　实验结论（效能结论、安全性结论、结论）及报告日期。

该提要应包括表明结果的数字资料，

　　而不仅仅是文字和p值。

　　第二部分：

实验内容

（一）动物实验一般资料（动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等）：

（二）动物实验试验方法；

　　（三）所采用的统计方法及评价方法；

　　（四）动物实验评价标准；

　　（五）动物实验试验结果；

　　（六）动物实验试验中发现的副作用及其处理情况；

　　（七）动物实验试验效果分析；

　　（八）动物实验试验验结论；

第三部分：

实验

（一）实验名称：

要能够明确表达试验内容；

（二）实验目的：

要直截了当的说明为什么要进行这个试验，解决什么问题，具有什么

　　意义；

　　（三）试验器材：

所有仪器、材料应介绍齐全；

所用材料、试剂、诱导物对动物有无危

　　害影响说明。

　　（四）实验动物的选取（动物种类，性别，体重，年龄，品系，级别，健康状况，动物

　　来源及其合格证号）；

　　（五）分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和

　　重复性（环境因素；

理化因素；

营养因素；

居住因素；

同种动物间因素；

异种动物间因素）；

　　（六）动物实验设计与分组（是否符合对照性、一致性、重复性三原则；

该试验选取了

　　什么设计方法，比如单组比较设计、配对比较设计等等；

动物随机分组方法应具体描述，如

　　分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法，切忌不可简单的“随机”二字就带

　　过）。

第三，实验基本技术的描述，包括：

（一）实验动物的抓取与固定（哺乳类与非哺乳类动物的方法不同）；

（二）动物的编号、标记（临时性、半永久性及永久性标记）及去毛（剪毛法、拔毛法、

　　剃毛法、脱毛法）；

　　（三）若该试验中动物需要麻醉，则采用了何种麻醉类型与方法（全身麻醉方法、局部

　　麻醉方法）以及麻醉药物与麻醉剂用量（挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂），若过量麻醉，复

　　苏和抢救措施是如何实施的；

　　（四）动物的给药途径与方法：

根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物

　　的给药途径与方法；

　　（五）动物血液的采集方法（不同部位）；

　　（六）动物各种体液的采集方法（不同部位）；

　　（七）常见观察指标的测定与检查方法（生理指标测定方法；

生化指标测定方法；

血液

　　学指标测定与检查方法；

免疫学指标测定方法）；

　　（八）受试动物的动物实验检查方法（一般检查内容及方法；

系统检查及方法；

动物脏

　　器组织的活检方法）。

　　第四，实验过程的描述，又分为药物研究的动物试验、免疫研究的动物试验、有关感染

　　研究的动物试验、有关生殖与胚胎研究的动物试验这几方面。

主要从具体试验要求，试验准

　　备，观察指标以及结果分析与评价来说明。

比如在药物长期毒性观察的动物试验方法中，需要对试验要求、观

　　察指标和指标检测时间与恢复期观察三方面考虑，又如动物免疫血清的制备方法中，应对试

　　验准备、免疫程序与效价测定和免疫血清的采集和提纯阐述，再如病毒增殖的动物接种试验

　　里，应该对病毒增殖的鸡胚接种方法和动物感染病毒的接种方法作一描述。

第五，试验结束后，对试验动物的处理：

（一）若试验动物在试验过程中未受到大的伤害，则应对其采取福利措施善后处理，这

　　里就需对处理方法做描述；

若产生的伤害使动物及其痛苦，出于人道考虑，应对其采取安乐

　　死，因此安乐死的方法应说明；

（二）若需剖检，应记录剖检的物品准备，尸体的外部检查情况，脏器采出与检查方法，

　　病理材料的采集和送检方法以及尸体剖检记录。

第六，对动物试验数据的处理和分析结果。

第七，通过该试验，作者还有什么需要值得改进，思考的地方都应说明。

附件：

　　植入式心脏起搏器产品动物试验动物试验的基本要求：

动物实验的设计应尽量接近该器械在人体中的预期用途。

一般认为犬模型适于用来评价

　　起搏器。

建议植入足够数量的动物／起搏器，以便于得出有效的结论。

建议与起搏器配合使用的电极需选用已经过注册批准的电极导线，如对新起搏器无法获

　　篇三：

２．了解刺激强度对骨骼肌收缩的影响。

３．学习掌握刺激器和张力换能器的使用。

４．加强对神经和肌肉了解，熟练解剖。

　　１．肌肉标本收缩现象的描记利用刺激器可诱发蛙的离体神经肌肉标本发生兴奋收缩现象，可利用适当的参数和图形，

　　客观、详细、准确地描述收缩的生理过程与现象。

骨骼肌受到一次短促的阈上刺激时，先是产生一次动作电位，紧接着出现一次机械收缩，

　　称为单收缩。

在一次单收缩中，肌峰电位的

　　时程（相当于绝对不应期）仅1～2毫秒，而收缩过程可达几十甚至上百毫秒（蛙的腓肠肌可

　　达100毫秒以上）。

　　换能器是一种能将机械能、化学能、光能等非电量形式的能量转换为电能的器件或装置，

　　并线性相关。

张力换能器

　　是一种能把非电量的生理参数如力、位移等转换为电阻变化的间接型传感器，属于电阻应变式传感器。

通常

　　由弹性元件、电阻应变片和其他附件组成。

弹性元件采用金属弹性悬梁，可根据机械力的大

　　小选用不同厚度的弹性金属。

两组应变片

　　r1、r4及r2、r3分别贴于梁的两面。

两组应变片中间接一只调零电位器，并用5～6v直流

　　电源供电，组成差动式的惠斯登桥式电路（非平衡式电桥）输出电压值与应变片所受力的大

　　小成正比，即力的变化转换成电桥输出电压的变化。

此电信号经过记录仪器的放大处理，就

　　能描记出肌肉收缩变化的过程。

实验时，根据测量方向将换能器用“双凹夹”固定在合适的支架上。

但由于双凹夹在支

　　架上移位不方便，很难在小范围内做出精细的移位；

移位不当，可能引起标本的损伤和换能

　　器的损坏。

故现多采用“一维微调固定器”，由上下位置调节钮控制，可在小范围内（上下）

　　精细的移位。

测量的方向，即力与位移的

　　方向，要与张力换能器弹性悬梁的前端上下移动的方向保持一致。

使能量转换和线性关系良