实验一 药理学实验的基本技能.docx

1、实验一 药理学实验的基本技能实验一 药理学实验的基本技能一、实验动物的基本技能和实验技术基础1.实验动物的标记大、小鼠和白色家兔的标记常用35黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。常用的方法：1号 -左前腿 2号 -左腰部 3号 -左后腿 4号 -头部 5号 -正中 6号 -尾根部7号 -右前腿 8号 -右腰部 9号 -右后腿 10号 -不标记2.实验动物的捉持（大、小鼠） (1)小鼠的捉持 用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。（2）大鼠的捉持 捉持和固定方法基本同小鼠

2、，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。 图 1 小白鼠捉持法3、实验动物的给药方法（大、小鼠）（1）小鼠的给药方法灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量为0.10.3ml/10g（体重）。 图 2 小白鼠灌胃法实验 图 3 小白鼠腹腔注射法皮下注射（H或s

3、c）：常在背部皮下。轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。然后注入药液。一般给药量为0.10.20ml/10g（体重）。图 4 小白鼠皮下注射法腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约35mm，一般给药量为0.10.3ml/10g（体重）。肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用7075的乙醇棉球擦尾部，或将鼠尾浸入4559C温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。一般给药量为0.10.2ml/10g（2）大鼠

4、的给药方法均同小鼠。一般情况下，灌胃剂量为12ml/100g，皮下注射、尾静脉注射1ml /只，腹腔注射为1.5ml /只，肌内注射为0.10.2ml/只。此外大鼠尚有舌下静脉给药的方法。 图 5 家兔耳部血管分布 图 6 家兔耳静脉注射法4、实验动物给药量的计算（1）药物浓度的表示方法 溶液的质量（g）百分浓度（）= 100% 溶液的体积（ml） （2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算，小鼠可按每10g计算。给药剂量=药物浓度给药体积（3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。例：小

5、鼠体重22g，腹腔注射盐酸吗啡10mg/kg,药物浓度为0.1%,应注射多少毫升?药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml给药剂量：10mg/kg=10ml/kg小鼠体重：22g=0.022kg10ml/kg0.022kg=0.22ml或换算成ml/10g来计算较为方便：10ml/kg=0.1ml/10g。这样再计算其他小鼠的给药量就很方便。5、实验动物的处死方法（1）颈椎脱臼法 此法常用于小鼠。用左手拇指、食指或镊子用力压住小鼠的后头部，同时用右手抓住鼠尾用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，鼠立即死亡。（2）空气栓塞法 此法常用于家兔的处死。用注射器将空气快

6、速注入静脉，可使动物立即死亡。（3）击打法 适用于较小的动物，如家兔、大鼠和小鼠等。提起动物的尾部，用力敲击动物头部，或用要木锤打击头部，致使动物死亡。（4）断头法 此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓娄离且大量出血，动物很快死亡。二、实验记录的内容和实验报告的写作1、 实验记录实验记录是将实验内容如实地记录下来，长期保存备用。其基本原则是真实、及时、准确、完整，实验过程中应认真做好实验记录。内容一般应包括：（1）时间、天气、温度；（2）实验标本：动物的种类、体重、标记和标号及如何分组等。（3）实验药物：药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径。（4）实验进程、步

7、骤和方法的详细记录。（5）观测指标的变化和原始的描记图纸。2、实验报告的写作实验报告要实事求事地反映实验的基本过程，并要对实际所得结果进行整理、计算、统计学处理，然后进行科学地分析讨论，进一步阐明实验的目的和意义。一般包括以下内容：实验目的实验材料 包括仪器、药品和动物。要尽可能详细、具体、明确。实验方法 可简明扼要地叙述，但关键环节或步骤必须写清楚。实验结果 应根据实验获得的数据进行整理，并可对一个教学实验小组或全实验室的数据进行整理、归纳、分析和对比，尽量总结出图表。尤其有观察时效关系的，描出时效曲线，一目了然。数据须进行统计学处理，选择的统计学方法要恰如，检验效率要高。讨论和结论 讨论与

8、结论是报告的核心，应包括对实验结果的分析、思考题的探讨、实验、实验方法及实验中出现异常现象的分析、认识、体会和建议等。 实验二不同给药途径对药物作用的影响【目的和原理】观察给药途径不同，动物对药物反应有何不同。【实验动物】小白鼠，体重18-24g，雌雄兼用【实验器材和药品】小鼠笼、天平、注射器（1ml）、大烧杯、小鼠灌胃器、10%硫酸镁、0.5%戊巴比妥钠【实验步骤和观察项目】1硫酸镁不同给药途径对药物作用的影响取体重相近的小白鼠2只，编号并称重。1号小白鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.3ml，2号小白鼠经口灌胃10%硫酸镁0.6ml。观察并比较两鼠有何不同现象发生，为什么？ 鼠号给药途径剂量（

9、ml/只）呼吸肌张力大便1号 2号 2戊巴比妥钠不同给药途径对药物作用的影响取体重相近的小白鼠3只，编号并称重。观察小鼠正常活动情况及翻正反射，然后用0.5%戊巴比妥钠，分别从不同途径（灌胃、皮下注射、腹腔注射）给药0.1ml/10g，观察小鼠反应，记录小白鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠的时间、翻正反射消失及恢复时间，计算睡眠潜伏期和睡眠持续时间。 鼠号给药途径剂量（ml/10g）睡眠潜伏期（min）睡眠时间（min）1号 2号 3号 【思考题】同一药物、同等剂量以不同途径给药将会出现哪些不同反应？ 实验三急性毒性（LD50）的测定【目的】通过实验学习测定药物LD50的方法、步骤及计算过程，观察

10、受试药品一次给予动物后所产生的急性毒性反应和死亡情况。【原理】药物给药剂量与动物死亡率间呈正态分布，以对数剂量为横坐标、死亡率为纵坐标作图，可得到一对称S型曲线，其两端较平坦，中间较陡，说明两端处剂量稍有变化时死亡率的改变不易表现出来，在50%死亡率处斜率最大，该处剂量稍有变动时，其死亡率变动最明显，即最灵敏，在技术上也最容易测得准确，所以人们常选用LD50值作为反映药物的指标。若将死亡率换算成机率单位，则对数剂量与机率单位呈直线关系，用数学方法可拟合其回归方程式，可精确地计算LD50及引起任何死亡率的剂量及相关数据。【器材和药品】注射器（1ml）、天平、小鼠笼、苦味酸；盐酸普鲁卡因。【动物】

11、1822g健康小鼠50只(正式试验)，雌雄各半（雌鼠应无孕），实验前禁食12h，不禁水。【方法】 1.预试验 目的是寻找引起0%和100%动物死亡的剂量范围，以便正式实验时确定各组剂量。一般是取小鼠912只，分34组，选择组距较大的一系列剂量腹腔注射给药，观察出现的症状并记录死亡数，找出引起0%及100%死亡率，至少应找出引起20%80%死亡率的剂量范围，以保证量-效曲线跨越足够的范围。普鲁卡因小鼠腹腔注射（ip）引起0%和100%动物死亡的剂量范围的参考值为：最小剂量（Dmin）121.3mg/kg，最大剂量（Dmax） 290mg/kg。 2.剂量计算及药液配制 (1)剂量计算根据预试结果

12、找出Dmax及Dmin，设正式实验的剂量组数为n，剂量公比为r，则各组剂量为Dmaxrk-1，k为第几组，一般选用45组动物，r为0.60.85为宜。 例 已知普鲁卡因Dmin=121.3mg/kg， Dmax=290mg/kg 当n=6时，r=0.84, 各组剂量为：1. 290 mg/kg2. 290 mg/kg0.84 = 243.6mg/kg3. 290 mg/kg0.842= 204.6mg/kg4. 290 mg/kg0.843= 171.9mg/kg5. 290 mg/kg0.844= 144.4mg/kg6. 290 mg/kg0.845= 121.3mg/kg （2）药液配制

13、药源充足时的配药方法最高浓度药液（母液）的配制 小鼠腹腔注射体积为0.2ml/10g= 20ml/kg，每组药液量为4ml左右，为留有余地，各组动物所需药液体积定为6ml。 求出所需母液体积（V）及母液所需药量（M） V=各组动物所需药液体积 / (1-r)= 6 / (1-0.84)=37.5ml M = V Dmax/(20ml/kg)=37.5(290/kg) /(20ml/kg)=543.75mg 各剂量组药液按下法稀释： 543.75mg+生理盐水至37.5ml，混匀 第一组取6ml 31.5ml+生理盐水6ml，混匀 第二组取6ml 31.5ml+生理盐水6ml，混匀 第三组取6m

14、l 31.5ml+生理盐水6ml，混匀 第四组取6ml 31.5ml+生量盐水6ml，混匀 第五组取6ml 31.5ml+生理盐水6ml，混匀，为第六组药液 药源紧张时的配药法 各组所需母液的体积（ml）为：第一组 6 第二组 6*r 第三组 6*r2 第四组 6*r3 第五组 6*r4 第六组 6*r5母液总体积(V)=6(1+ r+ r2+ r3+ r4+ r5)总药量(M)=母液总体积Dmax/（20ml/kg）计算出V、M后，取药量M，用生理盐水稀释至Vml，用移液管精密吸取各组所需的母液量，加生理盐水稀释至6ml，即为各组试验药液。 3动物分组：将小鼠雌、雄分开。分别称重，同一重量段

15、（如 18.018.9g）小鼠放入一个笼内，标记小鼠。雌、雄小鼠分别按重量顺序分层随机分为6组，使不同性别和体重的小鼠能均匀分配于各组，每组10只。 4给药：各组动物分别腹腔注射相应浓度的药液0.2ml/10g，立即详细观察，记录动物反应情况、死亡时间和数目。在24h内作多次观察，以后每天观察1次以上，连续观察714天。按Bliss法及其它方法计算LD50和95%可信限(由于Bliss法计算复杂，可用相关的软件进行处理)。【结果】记录于表T1-1。 组别剂量（mg/kg）对数剂量（X）动物数死亡动物数死亡率（%）几率单位（Y）LD50及95%置信限1 2 3 4 5 6 【注意】 (1)随机性

16、：实验中能控制的因素尽量使之均衡化，难以控制的因素也应力求严格随机化。分组时应先将不同性别分开，再将不同体重分开，然后随机分配，此法称为分层随机分组法。 （2）剂量按几何级数排列，转换为对数后，剂间为等距，便于计算结果，估计误差。相邻高低剂量之比一般为1:0.61:0.85，剂距小，结果较精确，但过小易出现反应率颠倒的情况。剂距的大小也与给药途径有关，静脉给药时，剂距可偏小，灌胃给药时可适当偏大。 （3）药物及给药途径应以静脉注射、腹腔注射和灌胃给药为主，选取的途径必须包括推荐临床给药途径。 （4）LD50受试验中多种因素的影响，如动物的品系、性别、年龄、饥饱以及环境因素中室温、湿度、光照、时

17、辰（上、下午）等。当进行两药的毒性比较时，应尽可能在相同条件下进行，以减少抽样误差。（5）在试验过程中应详细记动物的中毒症状及可能致死原因，必要时解剖死亡动物肉眼观察，如发现有组织病变时，可进行组织学检查，通常动物死亡多出现在给药后12日内，但全部试验应观察7日以上，如遇有迟发性或进行性中毒反应时，需根据实际情况延长观察时间。若发现中毒反应和死亡率对不同动物性别有明显差别，则应选择比较敏感的性别进行试验。（6）当药物毒性小，以最大浓度和最大体积给药后仍测不出致死毒性时，可测定最大耐受量： 即用临床试验的给药途径，以动物能耐受的最高浓度、最大容积的剂量1次或1日内连续23次给予动物（小白鼠至少2

18、0只，雌雄各半），连续观察7天，详细记录动物反应情况，以不产生死亡的最大剂量为最大耐受量。【注意事项】1.剂量要准确，时间掌握好； 2.给药后应保持室内安静，避免刺激实验动物。 【讨论】什么是LD50，测量的LD50目的和意义是什么？ 实验四 巴比妥钠的抗惊厥作用【实验目的】学习动物惊厥模型的复制方法；观察大剂量尼可刹米的中毒反应；掌握苯巴比妥钠的抗惊厥作用。【实验原理】尼可刹米(nikethamide)为常用的呼吸中枢兴奋药。主要作用是直接兴奋延脑呼吸中枢，对大脑皮层、血管运动中枢和脊髓也有兴奋作用。过大剂量可引起惊厥，继而发生中枢抑制而死亡。苯巴比妥钠(phenobarbital sodi

19、um)是一种普遍性中枢抑制药，具有良好的抗惊厥作用。【实验对象】小白鼠，体重1822g，雌雄不拘。【实验药品】5%尼可刹米，0.8%苯巴比妥钠，生理盐水【实验器材】小动物电子秤，小鼠鼠笼，lml注射器3支【实验方法】1.取体重相近的小白鼠4只，称重，编号，随机分组，分为实验组和对照组。2.实验组小鼠腹腔注射0.8苯巴比妥钠80mg/kg；对照组腹腔注射等体积生理盐水。3.15min后实验组和对照组分别腹腔注射5%尼可刹米750mg/kg，连续观察20min，详细记录两组小鼠的反应情况。【实验结果】 （实验室结果汇总）以出现阵发性抽搐视为惊厥发生的特征指标。详细记录两组动物各个体撞笼出现时间、惊

20、厥出现时间和死亡时间。给药20min后，清点两组的惊厥动物数和死亡动物数，将实验结果填入下表，并计算惊厥百分率和死亡百分率。动物总数惊厥动物数惊厥百分率死亡动物数死亡百分率对照组实验组【注意事项】l.注意观察小鼠给药后的反应，如出现竖尾、洗脸、猛烈地奔跑、撞笼、跳跃等反应即为惊厥前兆。2.腹腔注射部位要准确，否则会影响实验结果。【思考题】 简述苯巴比妥钠的药理作用及临床应用。 实验五 药物的相互作用【实验目的】观察药物的协同与拮抗作用【实验材料】1.动物：家兔。2.药物：5%MgSO4溶液，5%CaCl2溶液3.器材：磅秤、5ml注射器【方法与步骤】：取家兔1只称重，观察其正常活动，然后由耳缘

21、静脉缓慢注射（iv）MgSO42ml/kg药后注意观察所发生的症状，当出现呼吸、心跳减慢减弱，肌肉松弛不能站立时，立即静注5%CaCl21ml/kg，如心跳及呼吸恢复，耳壳血管开始转红即可停止注射。记录症状出现时间，给予拮抗药物后症状恢复时间及有无死亡发生。【注意事项】 iv MgSO4可缓慢、全量在23min注完。实验时应将CaCl2溶液同时抽好，以便解救使用。 实验六 有机磷中毒及其解救【实验目的】掌握有机磷中毒解救方法及与传出神经作用机理。 【实验原理】有机磷酯类进入机体后，其亲电子性的磷与胆碱酯酶的酯解部位中丝氨酸的羟基进行共价键结合，形成不易水解的磷酰化胆碱酯酶，难以恢复活性，这使得

22、乙酰胆碱大量积聚体内无法水解成胆碱和醋酸失效，因此产生了乙酰胆碱作用的中毒症状。解磷定解救有机磷中毒的机理是胆碱酶复活剂，通过恢复酶活力，使乙酰胆碱分解而消除中毒症状。【实验材料】 1.动物：家兔； 2.器材：注射器 3.药品：4%的敌敌畏，2.5%解磷定，阿托品【实验方法】1.观察并测量正常家兔的活动，呼吸心率瞳孔并记录测量结果；2.取家兔，有机磷（敌敌畏4%、0.2ml/kg）后观察上述活动变化3. 6组中两组阿托平1mg/支静脉注射后观察上述活动变化两组解磷定100mgl/kg静脉注射后观察上述活动变化两组阿托品+解磷定静脉注射后观察上述活动变化【实验结果】观察上述活动变化并记录结果 【

23、注意事项】1.阿托品要快速注入，以缓解危机的中毒症状，但解磷定注射要慢；2.一般出现中度中毒时开始解救。讨论：有机磷中毒的作用机理是什么？阿托品与解磷定解救机理有何不同。 实验七 去甲肾上腺素的缩血管作用【实验目的】 1观察去甲肾上腺素的缩血管作用，分析其作用机制，联系其临床用途。2练习蛙的捉拿及破坏其脑、脊髓的方法。【实验材料】1.动物 青蛙或蟾蜍。2.药物 0.01%重酒石酸去甲肾上腺素溶液。3.器材 探针、蛙板、蛙腿夹、大头针、手术剪、摄子、滴管、放大镜。【方法与步骤】 取青蛙或蟾蜍1只，应用探针破坏其脑与脊髓后，固定于蛙板上。沿其腹壁一侧剖开腹腔，找出肠系膜，用大头针固定于蛙板上。用放

24、大镜观察肠系膜血管的粗细后，滴0.01%重酒石酸去甲肾上腺素溶液1滴于肠系膜上，待约3min后，再观察肠系膜血管的粗细与滴药前有何不同。【结果记录】 滴药后肠系膜血管与滴药前相比较粗细程度的变化。 实验八 局麻药的毒性比较【实验目的】 观察普鲁卡因、丁卡因对小白鼠的作用结果，判断两药的毒性大小，联系临床应用。【实验材料】1.动物 小白鼠。2.药物 1%盐酸普鲁卡因溶液、1%盐酸丁卡因溶液。3.器材 药物天平1台、1ml注射器2支、5号针头2个、大烧杯（或鼠笼）2个。【方法与步骤】 取小白鼠2只，编号称重，观察其正常活动后，1号鼠腹腔注射1%盐酸普鲁卡因溶液0.1ml/20g，2号鼠用腹腔注射1

25、%盐酸丁卡因溶液0.1ml/20g。观察两鼠用药后及反应有何差异。【结果记录】 鼠 号体重（g）药 物（0.1ml/20g）用 药 后 反 应毒 性 大 小发生惊厥时间（min）惊厥程度12 1%盐酸普鲁卡因1%盐酸丁卡因 【注意事项】1称量准确，用药量准确。2注意腹腔注射。 实验九 镇痛药的镇痛作用比较【实验原理】 不同类型镇痛药物的镇痛强度、作用机制有所不同。一、小白鼠扭体法（化学制激法）【实验材料】1动物 小白鼠。2药品 0.2%哌替啶溶液、0.2%罗通定溶液、生理盐水、6%醋酸溶液。3器械 托盘天平、大烧杯、秒表、1ml注射器。【实验方法】 1取健康小白鼠6只，称重后分为1、2、3三组

26、，每组2只。21组腹腔注射0.2%哌替啶溶液0.1ml/10g，2组腹腔注射0.2%罗通定溶液0.1ml/10g，3组腹腔注射生理盐水0.1ml/10g作对照。3给药30min后，各鼠腹腔注射0.6%醋酸溶液0.2ml/只，随即观察10min内出现扭体反应的动物数。扭体反应表现为腹部内凹，后腿伸张，躯体扭曲，臀部抬高。4实验完毕后，综合全班各组的实验结果，计算出药物镇痛百分率。【实验结果】组别鼠数药物扭体反应鼠数无扭体反应鼠数1组2组3组 药物镇痛百分率计算方法：药物镇痛百分率100%二、温度刺激法【实验材料】1动物 小白鼠。2药品 0.1%盐酸吗啡溶液、生理盐水。3器械 小白鼠固定器、秒表、

27、托盘天平、1ml注射器、恒温水箱。【实验方法】 1小白鼠2只，分别装入固定器内，将鼠尾由固定器的小圆孔拉出，将鼠尾尖轻轻放入恒温水浴55热水内深约0.5cm，记录鼠尾从放入热水内到缩离水面的时间，共测3次，每次间隔10min，取其平均值记录。如在30s以上无反应者，应弃去不用。2取的2只小白鼠称重编号，1号鼠腹腔注射0.1%盐酸吗啡溶液0.1ml/10g，2号鼠腹腔注射生理盐水0.1ml/10g对照。注射10min后再将小白鼠放入固定器内，用同样方法测其痛觉反应一次，共测3次，每次间隔10min，记录每次反应时间，如超过30s钟无反应者，应将鼠尾提起以免烫伤，并作为30s钟记录。 3实验完毕后

28、，分组统计全班实验结果，取其平均值，按下式计算痛阈提高百分率：痛阈提高百分率100%【结果】鼠号体重药物及用量用药前反应时间用药后反应时间及痛阈提高百分率10min%20min%30min%12 0.1%吗啡溶液生理盐水 ss%ss%ss% 三、热板法【实验材料】1动物 雌性小白鼠。2药品 0.4%哌替啶溶液、0.2%吗啡溶液、4%溶液、生理盐水。3器械 药理生理实验多用仪及附件恒温电热器、镇痛实验盒、1ml注射器、鼠笼、秒表、托盘天平。【实验方法】 1在恒温电热器内加水至触及镇痛实验盒底部，温度控制在55，将两极引线的插头插入多用仪后面板的“恒温控制”插口，并把附近开关拨向“恒温”，再将后面

29、板输出与电热器相连，通电后即可使电热器内水温恒定于55。2用药前痛阈测定开始，立即将一只小白鼠放入镇痛实验盒内，密切观察，并记录小白鼠出现舐后足的时间，此段时间为该鼠的痛阈值，随即将鼠取出。用此法挑选反应小于30s的小白鼠4只。然后重复测定小白鼠的痛阈值一次，将每鼠所得两次痛阈值平均后，作为用药前的痛阈值。3以上选出的4只小白鼠，称重编号，分别腹腔注射下列药物：1号鼠 0.2%盐酸吗啡溶液0.1ml/10g2号鼠 0.4%哌替啶溶液0.1ml/10g3号鼠 4%溶液0.1ml/10g4号鼠 生理盐水0.1ml/10g4用药后15min、30min、60min、90min，各测小白鼠的痛阈2次，两次测定间隔23min，将两次测得阈值平均，作为该时间的痛阈值。如果药后放入镇痛实验盒内60s小鼠仍无舐后足反应，即将小白鼠取出，以免时间太长鼠脚烫伤，此时阈