兽医病理生理学实验指导.docx

1、兽医病理生理学实验指导兽医病理生理学实验指导 家畜病理生理学实验指导 兽医专业用 中国农业大学编 绪论3 实验一 发热 10 实验二 肺水肿 12 实验三 乏氧性缺氧和中毒性缺氧 13 实验四 应激对耗氧量的影响 15 实验五 实验性休克 17 实验六 急性心机能不全 20 实验七 弥散性血管内凝血（DIC）22 绪 论 一、概 述 家畜病理生理学是一门研究家畜患病时机能变化的实验性科学。为了研究患病机体机能变化和确定其病理过程的发生原因、发生机理、经过和转归的一般规律性，广泛地应用着动物实验的研究方法，此外也应用临床观察及实验治疗的方法。动物实验是在动物身上人工造成各种生命活动障碍，各种病理

2、过程，并控制及改变其持续和经过，仔细观察记录其变化，以求更深刻地分析疾病现象的因果关系及其发生、发展、经过和转归规律的可能性。今日病理生理学的重大成就，大多是从动物实验中获得的，因而说病理生理学是一门实验性科学。疾病是很复杂的，为了要阐明疾病过程的基本规律，在实验中又常常把疾病简化，分出其主要和次要方面，前者常常受到人们的重视。动物实验有急性和慢性的区分。急性实验是动物经过麻醉后，进行一般实验外科手术，找出血管或神经，打开腹腔或胸腔，再以病原因子作用于机体，这时使用一定的仪器记录各脏器的机能活动，如描记血压、呼吸、脏器的体积变化、腺体的分泌滴数等。实验完毕后动物即死去。慢性实验则是先给动物施行

3、一定的无菌外科手术，以创造实验条件，待其手术完全恢复健康后再进行实验和观察。这样就避免了因急性实验时使动物处在将死亡的，不合乎正常生活条件的或者因麻醉而改变了神经机能活动和器官机能活动状态的缺点，而获得较近似正常生活条件下的机能活动的规律，使其所得到的实验成果更富有临床医学的实践意义。然而，也必须说明，慢性实验是属于综合性研究方法，而急性实验是分析性研究方法，若当须综合某些材料时，常须事先掌握足够的已分析研究好了的局部性材料，故慢性实验常需要急性实验的配合。病理生理学的研究常采取慢性实验及临床观察的方法，但在教学实验中，由于时间及设备条件的限制，以及学生所掌握的知识不足，通常较多地运用急性实验

4、方法。（一）病理生理教学实验目的和任务 除了验证课堂讲授的部分理论，加深理解外，更主要的是培养学生初步具有研究实验性疾病的技能，为今后临床医学研究打下基础。此外还可以为人类疾病提供动物模型：（1）使学生初步掌握复制家畜疾病小动物模型、人类疾病动物模型的基本方法，观察、记录、分析实验结果，书写实验报告；（2）训练学生作实验设计的技能；（3）培养学生严谨的科学态度。（二）病理生理学实验课的要求 1实验前（1）认真预习实验指导，了解实验的目的、方法和操作步骤。（2）复习实验都分有关理论。（3）检查实验器材和药品是否齐全。（4）小组成员应有明确分工，但同时应重视合作，使每人都能得到应有的技能训练。2实

5、验时（1）应确立严谨、诚实的科学态度，正规和准确的技术操作，耐心、细致地观察实验中出现的每个现象，而且要准确、及时、客观地记录。整个实验过程都不得敷衍、马虎和主观臆测。（2）必须伴随整个实验过程进行科学思维，力求了解每个步骤和每个现象的意义。（3）要注意尽量减少对实验动物的不必要损伤。使用药品应注意节约。3实验后（1）认真整理和分析实验结果。（2）仪器和药品用完后要清点，并放回原处。应清洗者必须及时清洗干净。每个实验组，应保持自己桌面的清洁，课后打扫、整理好实验室。（3）按时完成实验报告。（三）实验报告内容的书写和项目的要求 1姓名、班次、组别、日期。2实验项目。3实验目的。4实验动物 包括种

6、类、数量、性别、体重。5实验方法 简要写出主要实验方法。若实验操作改动较大时，应详细叙述。6实验结果 根据实验目的将原始记录系统化、条理化，表达方式一般有三种。（1）叙述式 用文字将观察到的、与实验目的有关的现象客观地加以描述，描述时需要有时间概念与顺序。（2）表格式 能够较为清楚地反映观察内容，有利于相互对比。每一图表应说明一定的中心问题。图表应由学生自已设计。表内的项目及计量单位应说明。（3）曲线式 实验中描记的血压、呼吸等曲线应写于实验报告中。书写时，须原始的描记图，取其明显变化的有关各段连接而成。7实验结果分析或讨论 由于实验指导中的每一个实验，都是已进行了大量实验的结果。学生所作实验

7、，次数虽少，若与这结果一致，即可作为分析的依据。讨论包括：（1）以实验结果为依据，论证实验目的；（2）实验结果提示了哪些新问题，如果出现“异常现象”，应加以分析。二、疾病实验性研究中实验设计的若干问题 关于病理生理学所常用的动物（兔、豚鼠、大鼠、小鼠、猫、猴、狗、羊等），其基本知识和实验基本操作（包括动物的捉拿和固定方法，动物被毛的去除方法，动物给药途径和方法，动物的麻醉方法，动物的取血方法，急性动物实验中常用的手术方法，常用测量：指标及测量方法以及实验动物的处死方法等等）都能在动物生理学实习指导和动物药理实习指导书籍中查阅到，本实习指导由于篇幅的限制，就不加以赘述。但是对于疾病实验性研究中实

8、验设计存在的若干问题则须详细讨论。根据高等兽医院校培养目标要求，应培养学生初步具有疾病实验性研究的能力。困此，可通过每一个实验或通过学生自行设计实验逐步培养学生初步懂的疾病实验性研究中实验设计的若干问题。这对于提高教学质量来说，是十分必要的。实验设计是根据科学研究中选题、假说和误差控制等基本问题的要求，对科学实验做出合理的安排，从而有效地引出结果和结论。设计是否严谨直接关系到实验结果的准确性和结论的可靠性。不重视实验设计或设计不周密都会造成实验损失或导致实验失败。新课题的科学实验或初做科学实验，很难一开始就做出周密的设计。因此常要求进行预备试验。预备试验是根据研究者的“原始假说”作初步探索，也

9、是对“原始假说”作非正式的验证。同时也是对初步确定采用的实验方法和操作步骤进行演习。根据预备试验结果（包括经验教训），对原始假说、实验方法和技术操作必要的修正，为正式实验设计铺平道路。经预备试验后就应该进行正式的实验设计。实验设计涉及各方面，力求全面、周密和严谨。现择几个基本问题分述如下。（）实验对象的选择 在疾病实验性研究中，实验对象主要是实验动物。实验动物选择合适与否与实验成败及误差大小有很大关系。其选择要点是：（1）选择经济价值较低的动物种类；（2）根据实验要求选择动物品种和纯度，最好用纯系动物；（3）动物必须是健康的、营养状况良好的；（4）最好选用年龄一致或接近的并体重一致或相近的动物

10、，一般选择发育成熟的年轻动物；（5）动物的性别最好相同，如对性别要求不高的实验可雌雄动物混用，分组时应雌雄搭配开，与性别直接有关者，只能用某种性别的动物。（二）对照和分组 一般来说，实验都应当有实验组和对照组，对照组与实验组具有同等重要意义。任何摒弃、轻视对照组的观点和做法部是十分有害的。因为在实验中很难避免非实验因素的干扰而造成的误差，用对照组的方法就可有效地消除各种非实验因素的干扰所造成的误差。对照可分为：（1）同体对照，即同一动物实验前后实验结果及数据的对照；（2）异体对照，即设立对照组；（3）不完全对照，即以文献资料或历史的、他地的、他人的资料作对照，但由于时间、地点和条件不同，差异是

11、相当大的，动物实验一般不采用。实验组与对照组应遵守一致性原则，两组只允许在被研究动因方面不同，在实验对象、实验者、实验条件、环境、时间及仪器、药品等其他方面应力求一致。只有这样，才能消除实验误差。两组的例数应相等或相近似（在计数指标，每组不应少于 30例；在测量指标每组不能少于 5例，10-20 例较好），切忌随意减少对照组的例数。分组时为避免主观性因素，可采用随机抽样的方法。（三）观察的指标 指标是在实验观察中用来指示（反映）研究对象中某些特征（如药物的效应）可被研究者或仪器测知的一种现象标志。也就是说，动物医学实验指标，是反映试验对象所发生的生理现象或病理现象的标志。指标可分为计数指标和测

12、量指标，或主观指标和客观指标，等等。所选定的指标，至少要合乎下述基本条件。1特异性 指标应特异地反映所观察的事物（现象）的本质，即指标能特异地反映某一特定的现象，不至于与其他现象相混淆。如氨中毒时血液中氨浓度显著升高可作为氨中毒的特异指标。2客观性 最好选择可用具体数值或图形表达的指标（如脑电图、心电图、血压和呼吸描记、化验检查等）。因为主观指标（如肝脾触诊、目力比色等）易受主观性因素的影响而造成较大的误差。3重现性 一般来说，客观性指标在相同条件下可以重现。重现高的指标一般意味着无偏性或偏性小，误差小，从而较正确地反映实际情况。重现性的大小可能与仪器稳定性、操作误差、受试动物的机能状态和实验

13、环境条件影响有关。如受这些因素影响而重现性小者，此指标不宜采用。4灵敏性 指标测量的技术方法或仪器灵敏度是极其重要的。所采用的技术方法不灵敏，该测出的变化测不出来，就会得出“假阴性结果”；仪器不精密，所得阴性数值则不真实。目前常用的分光光度法、放射免疫法以及酶标法等，因为灵敏度较高常被采用。5技术和设备的可能性 尽量选用既灵敏客观，又切合本单位和研究者技术和设备实际的指标。6指标选定必须有依据 现成（定型）指标，必须有文献依据，自己创立的指标必须一经过专门的实验鉴定。（四）结果观察和记录 观察和记录在科学实验活动中占有十分重要的地位。为了正确地观察和记录，实验者在技术上应明确实验目的要求，熟悉

14、所使用的技术或仪器设备；观察记录时要严谨、细致，实事求是，力戒主观片面性。要重视原始记录，在实验设计中应预先规定或设计好原始记录方式。原始记录方式有：文字、数字（手写或打印）、表格、图形、照片、影片和录像带等。原始记录要及时、完整、精确和整洁，严禁撕页或涂改。并要保持原始性，切不可用整理后的记录来代替原始记录。原始记录不管是什么记录方式，都一定要写明：实验题目、实验对象、实验方法、实验条件、实验者、实验日期，记录好观察测量的结果和数据。规定填好的项目一定要及时完整、正确的填写。图形、图片一定要整理保存。（五）实验结果的数据处理、分析和判断 研究者不应局限于取得原始资料或数据，而且要应用数理统计

15、学的原理和方法来处理数据和对数据进行分析判断。首先必须把原始数据或资料系统化，计算出各组数据的均值或百分数。如是计数指标，一般用百分数表示，若为测量指标，则计算出均值，最好标明均数和标准差，进而标明均数的标准误。其次进行统计学的显著性测验。如需作显著性测验时，请参看统计学原理。分析和判断实验结果时，不能按照研究者的偏见去抽样比较，或者在计算百分数或均数时任意舍取。研究者必须实事求是，不能强求实验结果服从自己的假说，而应根据实验结果去修正假说，使假说上升为结论或理论。三、常用实验动物的正常生理生化数值和常用非挥发 性麻醉剂的用法及剂量 为了学生查阅方便，本实验指导介绍下列常用实验动物的正常生理生

16、化数值和常用非挥发性麻醉剂的用法及剂量，分别列于表 1 和表 2。表 1 常用实验动物的正常生理生化数值 动物 兔 大鼠 小鼠 狗 山羊 寿命（年）4-9 2-3 2-3 10-20 17 性成熟期（日）120-240 60-75 35-60 180-300 180-300 成年体重 15kg以上 雌150g，雄250g以上 20g以上 8-20kg 30-50kg 体温（直肠）38.5-40 37.5-39 36.5-39 37-39 385-39.7 心率（次/分）120-150 200-360 520-780 80-130 70-80 呼吸（次/分）38-80 66-150 84-230

17、 20-30 10-20 血压（mmHg*）90-130 70-184 93-138 108-189 50-130 血色素（g）7.1-15.5 12.0-17.8 10-19 10.5-20 7-14 红细胞（百万/mm3）4.0-6.4 7.2-9.6 7.7-12.5 5.5-8.5 15.0-19.0 白细胞（千/mm3）5.2-12 5.0-25.0 4.0-12.0 6-17 9.6 血小板（万/mm3）12-25 10-138 15.7-152 2.0-30 3.4-6.0 血液 pH 7.21-7.57 7.26-7.44 7.31-7.42 7.25-7.35 总血量（占体重

18、）5.46 5.76-6.94 7.78 8-9 6-7 血非蛋白氮（mg）28-51 20-44 36-117 20-44 30-44 血清钾（mEq/L）2.7-5.1 3.8-5.4 3.7-5.0 2.45-4.11 血清钠（mEq/L）155-165 126-155 129-149 141-157 血清钙（mEq/L）5.6-8.0 3.1-5.3 3.8-6.4 4.5-6 血清氯（mEq/L）92-112 94-110 104-117 100-125 血清胆红素（mg）0.1 0.1-0.3 0.1-0.3 0.10 尿比重 1.010-1.050 1.020-1.050 1.0

19、25-1.070 重要脏器重量（占体重）脑 0.40 1.22 0.59 0.26 心 0.35 0.76 0.50 0.85 0.4-0.55 肺 0.53 1.34 0.94 0.91 肾 0.70 0.32 0.88 0.30 肝 3.19 1.65 5.18 2.94 1.8-2 脾 0.94 0.15 0.38 甲状腺 0.022 0.016 0.02 0.08 肾上腺 0.02 0.05 0.01 0.08 *1 mmHg=133.322Pa 表 2 常用非挥发性麻醉剂的用法及用量 药名 动物 注入途径 剂量（g/kg）安密妥钠 狗、兔、猫 腹腔内注射 肌肉内注射 直肠内灌注 静脉

20、内注射 0.08-0.1 0.08-0.1 0.1（10%溶液）0.04-0.05（10%溶液)鼠 腹腔内注射 0.1（10%溶液）巴比妥钠 狗 静脉内注射 0.225 猫、兔 腹腔内注射 0.2 鸽 腹部肌肉注射 0.182 鼠 皮下注射 0.2 水合氯醛 狗、猫 静脉内注射 腹腔内注射 0.1-0.15 0.25-0.3 兔 直肠内灌注 静脉内注射 1.0（5%溶液）0.05-0.075 戊基巴比妥钠 狗、猫、兔、鼠 皮下注射 腹腔内注射 0.040-0.05 0.040-0.05 狗 静脉注射 0.03 鸟类 肌肉内注射 0.05-0.1 硫苯妥钠 狗、猫、兔 静脉内注射 0.025-0

21、.05（2.5-5%溶液）苯巴比妥钠 狗、猫 静脉内注射 腹腔内注射 0.08-0.1 0.08-0.1 兔 腹腔内注射 0.15-0.2 鸽 肌肉内注射 0.03 氨基甲酸乙酯 兔、猫 静脉内注射 腹腔内注射 0.75-1.0 0.75-1.0 鸽 肌肉内注射 1.25 蛙 皮下（淋巴囊）注射 2.0（25%溶液）实验一 发热（一）实验目的 通过复制发热与单纯体温升高模型，观察发热和单纯体温升高时体温、皮温、呼吸频率等的变化，搞清发热和体温升高的概念及其区别。（二）实验原理 动物体在多种因素的作用下（如细菌、病毒的感染，肿瘤等），能产生并释放内生性致热源。后者作用于丘脑下部体温调节中枢，使调

22、定点上移，从而引起一系列神经-体液反应，使体温升高。本试验通过注射内生性致热源所引起的发热和单纯由于散热障碍所引起的体温升高，观察它们的体温和皮温等变化规律，比较它们的异同。（三）实验动物 成年家兔（四）实验器材与药品 内生性致热源生理盐水溶液，凡士林，半导体温度计，体温表，婴儿称，小棉垫，20 ml 注射器，坐标纸等。（五）实验方法 1、取体重相似的家兔 2只，分别称重。2、分别用体温表测直肠温度，用半导体温度计测两耳皮温，每 15 分钟测一次，共 3 次。3、将一只家兔从耳缘静脉注入内生性致热原生理盐水溶液，剂量为 10 ml/kg。注射后，每隔 15分钟测直肠温度、耳皮温一次，并观察两耳

23、血管状态、呼吸等，持续 2小时。4、将另一只家兔固定在 40的恒温兔台上，盖上棉垫（将头露出）。每隔 15分钟测直肠及耳皮温一次，并观察耳血管、呼吸等状态，持续 2 小时。5、揭去棉垫，停止加热，并将兔放开，再每隔 15 分钟测直肠及耳皮温一次，观察耳血管、呼吸等变化，持续 3分钟。（六）实验注意事项 1、测直肠温度时，体温表头上应涂少许凡士林。每次插入直肠内的深度应一致，一般以 5 cm 为宜。2、测耳、皮温的位置应固定。3、注射内生性致热原的兔切忌捆绑。（七）讨论 以时间为横坐标，温度为纵坐标，画出两兔耳皮温和直肠温度的变化曲线，比较两者有何区别？为什么？附录：内生性致热源生理盐水溶液的制

24、备方法 1、取体重 2 kg以上的家兔 1 只，仰卧固定于兔台上，于下腹部剃毛消毒。在下腹正中避开膀胱处。向腹腔滴注（每分钟约 2 ml）无污染生理盐水，每公斤体重 100 ml。为了防止感染，每毫升生理盐水中加入青霉素 60单位，链霉素 0.8 mg.2、滴注完毕，兔继续固定 2小时，然后将腹腔液吸入经热原处理的瓶内，储存于冰箱中（4）备用。实验二 肺水肿（一）实验目的 通过实验了解水肿的发生机理以及组织内压与水肿之间的关系。（二）试验原理 正常的组织内压是负的（约-6.5 mmHg左右），这种负压是不致有过多的液体在组织间隙中积聚的保证。一旦组织内压从负压变为正压，则会导致水肿的发生。常见

25、的原因有：细胞外液容量的积聚增加，微血管通透性增高，毛细血管流体静压增高，血浆胶体渗透压下降，淋巴回流减少等，这些因素的一个一个或几个能使组织内压变为正值，从而发生水肿。（三）实验动物 体重相仿的家兔 3 只。（四）实验器材与药品 肾上腺素、油酸、生理盐水、天平、5 ml 注射器、剪刀、镊子、细丝线、滤纸等。（五）实验方法 1 取 3只兔子称重，并观察其呼吸、心率等状态。2 将其中的一只兔子，耳缘静脉注射肾上腺素。另一只按 0.5 ml/kg体重耳缘静脉注射油酸，注射后立即注意观察呼吸、心率等状态。3 兔子死后，打开胸腔，用线在气管分叉处结扎，在结扎处上方切断气管，小心的把心脏及其血管除去，将

26、肺完整的取出，用滤纸吸取肺表面的水分后，称取肺重，计算肺系数（肺系数 肺重量（kg）/体重量（kg）100）。然后肉眼观察肺的大体变化。切开肺脏，观察切面的变化，注意有无泡沫状液体的流出。4 另一只兔子，按同样剂量耳缘静脉注射生理盐水，观察其呼吸等状态。半小时后处死动物。然后按上法取出肺，并称重和计算肺系数。（六）实验注意事项 取出肺时，注意勿损伤肺表面和挤压肺组织，以防治水肿液流出，影响肺系数值。（七）讨论 1 实验组和对照组家兔的肺有何不同？为什么？2 肾上腺素和油酸所导致的肺水肿的机制有何不同？实验三 乏氧性缺氧和中毒性缺氧（一）实验目的 1 掌握复制乏氧性、血液性缺氧动物模型的方法，并

27、了解不同类型缺氧的发生、发展过程。2 观察不同类型缺氧时，动物呼吸、皮肤及血液色泽等变化特点。（二）实验原理 环境缺氧，血红蛋白变性或组织细胞氧化酶受到抑制，可使机体因氧吸入不足、氧运输障碍或利用障碍而发生缺氧。由于各型缺氧的发病环节不同，机体所表现出的缺氧症状也不一致。（三）实验动物 小鼠。（四）实验器材与药品 碱石灰，CO，3亚硝酸钠，1美蓝；小鼠缺氧瓶（100-250 m1 带塞的锥形瓶或广口瓶，瓶内最好放一个架空的尼龙网，以防止小鼠接触 NaOH），带塞广口瓶，500 ml 烧杯，CO发生装置（图 1），5 ml 吸管，1 ml 注射器，酒精灯，剪刀，镊子。（五）实验方法 1乏氧性缺氧

28、（1）取少许碱石灰及小鼠一只，放入缺氧瓶内，观察小鼠的一般情况，呼吸频率及深度，尾、唇、爪的颜色，然后塞紧瓶塞，注意观察小鼠上述各项指标的变化，直至死亡，如有其他变化，亦随时记录。（2）小鼠尸体待实验做完后，剪开腹腔。比较血液、肝脏或肌肉的色泽。2一氧化碳中毒性缺氧（1）参照图 1，装好 CO发生装置。（2）将小鼠放入广口瓶中，观察指标同 1，然后与 CO发生装置连接。（3）通 CO后，注意观察上述指标，直至小鼠死亡。（4）小鼠死后，进行剖检。3亚硝酸钠中毒性缺氧 （1）取体重相近的 2只小鼠（20 g以上），放在 500 m1 烧杯内，观察呼吸频率、深度及肤色后，分别向腹腔注入 3亚硝酸钠溶

29、液 0.2 ml，然后再立即向其中一只腹腔注入 1美蓝液 0.3 ml，另一只腹腔注入生理盐水 0.3 ml。（2）观察以上各指标，比较两鼠的表现及死亡时间有无差异。留下注生理盐水的小鼠最后剖检。（六）实验注意事项 1缺氧瓶要严密不漏气，如室温过低，最好将缺氧瓶置于 22水浴内，因为漏气或温度瓶置于 22水浴内，因为漏气或温度过低都会使小鼠死亡时间延长，影响实验时间。3小鼠腹腔注射时，应稍靠左下腹，勿损伤肝脏，但也要避免将药液注入肠腔或膀胱。（七）讨论 不同类型缺氧致死动物所观察各项指标变化有何不同？为什么？图 1 CO发生装置 实验四 应激对耗氧量的影响（）实验目的 通过对应激前后耗氧量的测

30、定，了解应激对神经、内分泌系统的变化及其生物学意义。（二）实验原理 应激是应激原作用于机体所引起的一种非特异性反应。本实验以冷水游泳作为应激原，观察小鼠应激前后耗氧量的变化，说明应激时机体的代谢状态。（三）实验动物 小鼠。（四）实验器材与药品 广口瓶、胶塞、其中一个胶塞有孔连接一玻璃管，玻璃管外壁末端起 10 cm 长度始末两端标记，内有冰水的水槽。天平，秒表，水槽，广口瓶，干纱布和棉花若干，碱石灰，凡士林等。（五）实验方法 1取一只小鼠，放入耗氧量测定装置中，测其耗氧时间（上升 10 cm 水柱的时间），连续 3次，并记录。2将小鼠称重后放入冷水中（最好是冰水），迫使其不停地游泳 5-10分

31、钟。3取出小鼠，擦干被毛上的水，用同样的方法测其耗氧时间，连续 3 次，并记录。4将应激后的小鼠和另一只未进行应激的小鼠一起放入盛有少量碱石灰的广口瓶中，隔绝空气，观察其活动情况，分别记录两只小鼠的死亡时间。5结果记录 项目 上升 10 cm 水柱的时间 备注 1 2 3 平均值 应激前 应激后 （六）实验注意事项 1测定耗氧时间，先要用凡士林封住瓶口，防止漏气。2实验中，捉拿小鼠要轻拿轻放，切忌粗暴。（七）讨论 1试比较小鼠应激前后的耗氧时间，分析其原因？2试比较两只小鼠的死亡时间，解释其机理？、实验五 实验性休克（）实验目的 学习休克的动物模型复制，并根据休克时动脉压、中心静脉压、心率、呼

32、吸、尿量、皮温等变化来了解休克的发生机理和防治原则。（二）实验原理 机体因急性大量失血、创伤、感染、过敏等各种因素，使循环血量绝对或相对减少。初期可发生一系列代偿活动。但当各系统的代偿活动仍不足以维持有效循环血量时，由于急性循环障碍使组织灌流量严重不足，以致发生全身性机能代谢性障碍，出现一系列临床症状。本实验用快速放血的方法，造成家兔的失血性休克。（三）实验动物 2 kg 以上家兔。（四）实验器材与药品 剪毛剪，手术剪，眼科剪，手术刀，止血钳，有齿镊，无齿镊，血压描记装置，中心静脉压测定装置，呼吸描记装置，半导体温度计，导尿管，量筒，注射器，纱布，棉花，乳胶管，烧杯，输液装置，离心管，试管等，

33、1普鲁卡因，1肝素，生理盐水，20乌拉坦，去甲肾上腺素，右旋糖酐，3.8构橼酸钠等。（五）实验方法 1失血性休克（1）家兔称重后仰卧固定于兔手术台上，由耳静脉缓漫注射 20鸟拉坦（6 ml/kg），待麻醉后，于颈部、腹股沟和下腹部剪毛，消毒。（2）从耳静脉注射 1肝素（1 ml/kg）。（3）切开颈部分离出颈总动脉和气管，并接通描记血压和呼吸装置。分离右颈外静脉一段（长约 5 cm），下穿两条线，结扎远心端，用动脉夹夹住其近心端，用眼科剪在近心端剪一小口，将与中心静脉压测量装置相连的塑料管（充满生理盐水），插入切口至右心房入口处，用线结扎固定好。（4）描记一段正常的血压、呼吸及中心静脉压曲线。并观察记录家兔心率、皮温等。（5）于下腹部正中作纵行皮肤切口约 4 cm，分离腹部肌肉至腹膜，小心剪开腹膜，找到膀胱后，将其轻轻提起，找出输尿管并分离。用细塑料管作双侧输尿管插管，连到记滴装置，记录尿