2常用实验动物的基本操作0.docx

1、2常用实验动物的基本操作0 2常用实验动物的基本操作 常用实验动物的基本操作 在进行动物实验前，应准备饲养室和各种饲养设施以及用具，并在启用前进行彻底消毒。 购买实验动物应了解实验动物的遗传背景资料、动物微生物学检查资料以及动物的年龄和健康等方面的情况，并根据外观检查动物的健康状况，主要包括以下内容： （1）皮毛的光泽度；（2）眼部有无流泪、角膜损伤以及白内障等现象；（3）耳朵有无外伤或炎症；（4）四肢有无外伤、炎症以及弯曲等现象；（5）肛门状况是否正常等。 实验动物购买后进行一周的饲养和观察，确保正常后方可实验。 实验过程中动物的编号、抓取固定和注射免疫必须遵循相应的方法。 下面对这些方法和

2、技术逐一叙述。 一 、实验动物的抓取和固定 抓取和固定动物的基本原则是： 既要防止动物咬伤实验者，又不能损害动物。 正确掌握动物的抓取和固定方法，可以防止动物过度挣扎或受损伤引起生理状态改变而影响实验观察效果，并可避免实验者被咬伤，从而保证实验顺利进行。 抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。 操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时要爱惜动物，使动物少受痛苦。 1、小 鼠 在小鼠较为安静时，右手提起鼠尾，放在表面粗糙的台面或笼具盖上；将小鼠轻轻向后拉，这可使小鼠前肢抓住粗糙面不动，当小鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指捏住鼠头颈部的皮肤，使头部被固定；鼠身放于左

3、手手心，翻转左手，右手拉小鼠尾巴，拉直后肢，其余三指和掌心夹住其背部皮肤及尾部，用掌心裹住小鼠的背部皮肤，小鼠就被完全固定在左手中（图 2-1），右手便可进行注射和其它操作。 图 图 2-1 小鼠的抓取方法 图 图 2-2 大鼠的抓取方法 2 、大 鼠 因为大鼠牙尖性猛，捉拿时难度稍大。 为避免大鼠在惊恐或激怒状态下咬伤实验者，抓取时应带上手套。 抓取和固定的方法与小鼠基本相同。 用右手将鼠尾提起，放在粗糙台面上，向后轻拉鼠尾，使其不动，当小鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指捏住鼠头颈部的皮肤，其余三指和手掌固定鼠体，使其头、颈、腹呈一直线（图 2-2），这时右手进行注射和其他操作。 需进行手术时

4、，应对大鼠进行麻醉或处死后固定于手术台上；需尾静脉取血或注射时，将大鼠装入固定架上，使其尾巴露在外面，然后注射或采血。 3、 豚 鼠 豚鼠性情温和，不咬人，但胆小易惊。 抓取幼小豚鼠时，用双手捧起来即可；对体型较大或怀孕的豚鼠，先用一只手的手掌快速盖住鼠背，捏住肩胛上方，然后用拇指和食指环握颈部，另一只手托住其臀部（图 2-3）。 图 图 2-3 豚鼠的抓取方法 4、 家 兔 一般不咬人，但脚尖爪利，实验者在抓取过程中要避免被抓伤。 抓取时一只手抓住颈部皮肤将兔轻轻提起，另一手托其臀部，使其躯干的重量大部分集中在该手上，然后根据实验需要将兔固定成相应姿势（图 2-4）。 因为兔耳不能承受全身重

5、量，易造成疼痛而引起挣扎，从而影响实验结果的准确性，所以抓兔时不可单提两耳。 图 图 2-4 家兔的抓取与固定方法 5 、青蛙和蟾蜍 用左手握住动物，以食指和中指夹住一侧前肢，大拇指压住另一前肢，用右手协助，将两后肢拉直，左手无名指和小指将其压住固定（图 2-5）。 抓取蟾蜍时，可先在蟾蜍体部包一层湿布，用左手将其背部贴紧手掌固定，把后肢拉直，并用左手的中指、无名指及小指夹住，前肢用拇指及食指压住，右手即可进行实验操作。 抓取蟾蜍时不要挤压两侧耳部突起的毒腺，以免毒液射到实验者眼睛里。 需要长时间固定时，可将蟾蜍麻醉或破坏脑脊髓后，用大头针钉在蛙板上。 图 图 2-5 蟾蜍的抓取与固定方法 6

6、、 犬 犬的性格凶猛，会咬人。 捆绑固定至少由 23 人进行。 实验者先轻轻地抚摩，逐步接近，不可激怒或使其惊恐。 用粗棉绳兜住犬的下颌，并在上颌打结，结不要太紧。 打结时，要避免被犬咬伤，最后在犬耳根后颈项上打一个活结。 如犬不合作，则先用一根特制长柄狗头夹，从后面夹住犬颈，限制犬头部活动，再按前述方法捆住犬嘴。 然后将犬侧卧，一人固定其肢体，由另一人进行相应操作。 二 、实验动物的编号 为了观察实验过程中动物的变化，实验前必须对动物编号分组，将动物做上不同的标记加以区别。 常用的编号标记方法有染色法、挂牌法和烙印法。 家兔等较大动物可用特制的号码牌固定于耳上，而小动物则常用染色法。 染色法

7、是药学实验课中最常使用的方法，通常用化学试剂涂擦动物体表的不同部位（包括背部、腹部、腿部和尾部等）的皮毛表示不同的编号，也可通过剪耳的方法对小鼠进行编号。 常用染色的化学试剂如下： 黄色： 3%-5%的苦味酸溶液；咖啡色： 20%的硝酸银溶液 红色： 0.5%的中性红或品红溶液；黑色： 煤焦油的酒精溶液 （1）1-10 号标记法： 编号的原则是先左后右，从前到后，如左前腿为 1，左腰部为 2，左后腿为 3，头部为 4，背部为 5，尾基部为 6，右前腿为 7，右腰部为 8，右后腿为 9（图2-6）。 （2）10-100 号标记法： 如果动物编号超过 10 或更大的数字，在上述编号的同一部位，采用

8、不同颜色的各种化学试剂擦上斑点，就可代表相应的十位数，例如涂上咖啡色的硝酸银溶液代表个位数，黑色代表十位数，依此类推。 图 2-6 大鼠、小鼠标记法 三 、实验动物的给药方法 在动物实验中，为了观察药物对动物的机体功能、代谢及形态引起的各种变化，需将相应的药物注入动物体内。 给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况来选择合适的给药途径。 1、注射给药法 （1）皮下注射 通常选择背部皮下注射。 用左手拇指和食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入皮下，针尖左右摆动，易摆动说明针尖确已刺入皮下，然后注射药液。 拔针时，轻按针孔片刻，防止药液外漏（图 2-7）。

9、注射药量为 0.1-0.3mL/10g。 一般小鼠在背部或前肢腋下注射，大鼠在背部或侧下腹部注射；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位，多在大腿内侧注射；兔选在背部或耳根部注射；蛙适宜在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射。 图 图 2-7 小鼠皮下注射法 （2）皮内注射 将动物注射部位的毛剪去消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起稍刺入，即可注射药液。 注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 该方法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 实践中，常将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，然后观察消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察的指

10、标之一。 （3）肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。 肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。 注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。 给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射；小鼠因肌肉较少，很少采用肌肉注射，若有需要可注射于股部肌肉，多选后腿上部外侧，一处注射量不超过 0.1mL。 （4）腹腔注射 先将动物固定, 腹部向上，腹部用酒精棉球擦试消毒，注射部位在腹部的左、右下外侧1/4 的部位（此处无重要器官），沿皮下向前推进约 0.5cm，再使针头与皮肤呈 45 方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液

11、后，缓缓推入药液。 一次注射量为0.1-0.2mL/10g 体重（图 2-8）。 此法大、小鼠用的较多。 图 2-8 小鼠腹腔注射法 图 2-9 小鼠尾静脉注射法 （5）静脉注射 将药液直接注射于静脉管内，药液随着血液分布全身,迅速奏效。 但排泄较快，作用时间较短。 小鼠、大鼠的静脉注射常采用尾静脉注射。 鼠尾静脉共有 3 根， 左右两侧和背侧各 1根，两侧尾静脉比较容易固定，多被采用。 具体操作： 先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，使尾巴露出，尾巴于 45-50 C 的温水中浸泡 0.5min或用 75%的酒精棉球擦拭，使血管充血，并可使表皮角质软化。 用

12、左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。 开始注射时宜少量缓注，如无阻力,表示针头已进入静脉,此时用左手把针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。 如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。 注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。 如需反复注射，尽量从尾的末端开始。 一次注射量为 0.05-0.1mL/10g 体重（图 2-9）。 豚鼠的静脉注射： 注射部位可选择前肢皮下的头静脉、后肢小隐静脉、耳壳静脉或雄鼠的阴茎静脉，偶尔亦可用心脏穿刺给药。 一般选择前肢皮下的头静脉；也可在胫前部将皮肤切开一小口，暴露出胫前静

13、脉后注射，一次注射量不超过 2mL。 兔的静脉注射： 兔的外耳缘静脉（图 2-10），表浅易固定，多被采用。 具体操作： 注射部位除毛，用 75的酒精棉球涂擦耳部边缘静脉部位的皮肤，或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩张。 左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，注射时若无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内，即可注射药液。 注射完毕，拔出针头压迫数 min 止血（图 2-11）。 图 2-10 兔耳缘血管分布 图 2-11 兔耳缘静脉注射法 狗的静脉注射： 未经麻醉的狗，多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。

14、注射部位除毛后，在近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈；从远心端将注射针头平行血管刺入，如有回血，证明针尖在血管内，即可放开橡皮带，将药液缓缓注入。 对已麻醉的狗，可剖开腹股沟部，从股静脉直接插管给药（图 2-12）。 图 2-12 狗的静脉注射 （6）淋巴囊注射 蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物吸收迅速，但皮肤无弹性，药液容易从穿刺孔逸出。 常选取腹部淋巴囊和头部淋巴囊作为蛙类给药途径，多选用腹部淋巴囊给药。 具体操作： 作腹淋巴囊注射时，将针头从股部上端刺入肌层，进入腹壁皮下淋巴囊再注药；作胸部淋巴囊注射时，针头由口腔底部穿下颌肌层而达胸部皮下；作股淋巴囊注射时，应从小腿皮肤刺入，通

15、过膝关节而达大腿部皮下。 注入药液量一般为 0.25-0.5mL（图 2-13）。 1 颌下囊 2 胸囊 3 腹囊 4 股囊 5 胫囊 6 侧囊 7 头背囊 图 图 2-13 蛙的皮下淋巴囊 2、经口给药法 （1）口服法： 把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。 该法优点： 简单方便，缺点： 不能保证剂量的准确性。 一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验。 （2）灌胃法： 在急性实验中,多采用灌胃法。 用灌胃器将给动物的药灌到动物胃内。 灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。 小鼠的灌胃针长约 45cm，直径为 1mm；大鼠的灌胃针长约 68cm，直径约 1.2mm。 灌胃针的尖端焊有

16、一小圆金属球，防止针头刺入气管或损伤消化道。 针头金属球端弯曲成 20左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。 鼠类的灌胃法： 用左手固定鼠，腹部朝上，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线, 再将灌胃管沿着上颚壁轻轻推入食道（图 2-14），推进约 2-3cm 时可感到轻微的阻力, 表明灌胃管前部已到达膈肌，此时即可推进注射器进行灌胃，若注射器推注困难，应抽出重插。 一般灌胃针插入小鼠深度为 34cm，大鼠或豚鼠为 46cm。 常用灌胃量小鼠为 0.21mL,大鼠 14mL,豚鼠 15mL。 图 2-14 小鼠灌胃法 豚鼠的灌胃法： 用左手拇指和食指固

17、定豚鼠两前肢，剩余手指握住鼠身（两人操作时，助手用左手从动物的背部把后腿伸开，并把腰部和后腿一起固定，用左手的拇指和食指捏住两前肢固定），灌胃管与灌胃方法同大鼠。 兔的灌胃法： 给兔灌胃需要两人合作。 助手就坐，将家兔的躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住双前肢固定前身。 实验者将开口器的小孔插入兔子口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道约 15-18cm，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，说明灌胃管误入气管，拔出重插；若无气泡逸出，说明确已插入食道。 此时用注射器将药液注入。 灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器（图 2-15）。 一次灌胃兔子能耐受的最大容积为 80100mL，实验

18、动物的种类不同，该值也发生相应的变化。 图 2-15 家兔灌胃法 3、其它给药途径与方法 （1）呼吸道给药： 粉尘、气体、蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过呼吸道给药。 如实验时乙醚的吸入麻醉。 （2）皮肤给药： 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。 如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。 （3）脊髓腔内给药： 此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。 （4）脑内给药： 此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。 （5）直肠内给药： 此种方法常用于动物麻

19、醉。 兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用 14 号导尿管代替。 （6）关节腔内给药： 此法常用于关节炎的动物模型复制。 四、实验动物的麻醉 清醒状态的动物更接近生理状态，但试验过程中的各种强刺激容易引起动物大脑皮质的抑制，使动物机体发生生理机能障碍而影响到实验结果，甚至引起动物死亡或休克。 麻醉的基本任务是消除实验过程中的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中驯顺，是动物实验成功的有力保障；而麻醉处理不当，会带来大量非预期的实验结果和难以分析的误差，影响对知识的把握和理解。 因此，掌握实验动物麻醉的基本知识和技术是麻醉成功的关键。 理想的麻醉药应具备以下三个条件： 首先，麻醉效

20、果好，使动物无痛，麻醉时间满足实验要求： 其次，对动物的副作用和要观察的指标影响最小；第三，使用方便。 （一）常用的麻醉药 1、常用局部麻醉剂： 普鲁卡因，毒性小，见效快，多用于局部浸润麻醉。 配成 0.51的溶液；利多卡因，见效快，组织穿透性好，常用 12的溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用 0.250.5的溶液作局部浸润麻醉。 2、常用全身麻醉剂 （1）乙醚 乙醚吸入法是最常用的麻醉方法, 麻醉深度易掌握，安全度高，麻醉后恢复比较快，适用于各种动物。 但动物类型不同，其麻醉量和致死量相差大。 因为乙醚局部刺激作用大，可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射扰乱呼吸、血压和心脏的活动，且容

21、易引起窒息；在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品（麻醉前 2030min，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(510mg/kg 体重)及阿托品(0.1mg/kg 体重)）。 进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。 在继续给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小。 （2）苯巴比妥钠 该药作用持久，使用方便，普通麻醉用量对于动物呼吸、血压和其它功能无多大影响。 具体操作： 通常在实验前 0.5h-1h 用药。 狗腹腔注射 80100mg/kg 体重，静脉注射 70120mg/kg 体重；兔腹腔注射 150200mg/kg

22、体重。 （3）戊巴比妥钠 该药麻醉时间不太长，一次给药的有效时间可达 3-5h。 静脉或腹腔注射后很快就进入麻醉期，用药后对动物循环系统和呼吸系统无明显抑制作用，药品价格便宜。 用时配成 1生理盐水溶液，必要时加温溶解， 配好的药液在常温下放置 12 月不失药效。 狗、猫、兔静脉注射 3035mg/kg 体重，腹腔注射 4045mg/kg 体重。 表2-1 不同动物的戊巴比妥纳麻醉剂量 表2-1 不同动物的戊巴比妥纳麻醉剂量 动物 狗 猫 兔 鼠 每公斤体重用量 25-35mg 40mg 35mg 35-50mg （4）硫喷妥钠 该药水溶液不稳定，必须现用现配（浓度为 15）。 对胃肠道无副作

23、用，对呼吸有一定抑制作用；因为对交感神经的抑制作用大于副交感神经，有喉头痉挛现象，因此要缓慢注射。 静脉注射速度以 15 秒钟注射 2mL 左右为宜。 用于静脉注射时，药液迅速进入脑组织，动物很快被麻醉，但苏醒也快，一次给药的麻醉时效仅维持 0.5 h -1h。 所以，在时间较长的实验中，可重复注射维持一定的麻醉深度。 具体操作： 用 1的溶液对小鼠腹腔注射，0.10.3mL/只、大鼠 0.60.8mL/只；兔静脉注射 710mg/kg 体重；狗静脉注射 2025mg/kg体重。 表2-2 不同动物的硫喷妥钠麻醉剂量 动物 狗 猫 兔 用量（mg/kg体重） 16-25 16-25 7-10

24、（5）巴比妥钠 具体操作： 鼠皮下注射200mg/kg体重；兔腹腔注射200mg/kg体重；狗静脉注射225mg/kg体重。 （6）氨基甲酸乙酯（又称乌拉坦） 一般用于基础麻醉，是比较温和的麻醉药，安全度大，可用于多数实验动物，尤其适合于小动物。 使用时常配成 2025水溶液。 狗、兔腹腔注射 0.751g/kg 体重；鼠腹腔注射1.52g/kg 体重。 静脉注射时必须溶在生理盐水中配成 5或 10溶液，注射剂量 1020mL/kg 体重。 虽然麻醉药种类很多，但不同的动物类型使用的麻醉剂也有所差异，如做慢性实验的动物常用乙醚吸入麻醉(用吗啡和阿托品作基础麻醉)；急性动物实验对大鼠、小鼠常用硫

25、喷妥钠或氨基甲酸乙酯麻醉；对家兔和青蛙、蟾蜍常用氨基甲酸乙酯。 （二）麻醉的类型和方法 1、全身麻醉： 麻醉药经呼吸道吸入或经由静脉、肌肉注射，产生中枢神经系统抑制，表现为神志消失、全身无疼痛感、肌肉松弛和反射抑制等。 特点： 抑制深浅与药物在血液内的浓度有关，当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后，动物逐渐清醒，不留后遗症。 （1）吸入麻醉法 蒸气或气体状态的麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉的现象，称吸入麻醉。 具体操作： 用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器，多选用乙醚做麻药。 麻醉时，把几个乙醚棉球迅速投入钟罩或箱内，让乙醚挥发，然后把需要麻醉的动物投入，如动物四肢

26、紧张度明显减低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉（约46min），可进行手术和操作；准备一个蘸有乙醚的棉球小烧杯，在动物麻醉变浅时套在鼻上使其补吸麻药，以维持麻醉的时间与深度。 吸入法对多数动物有良好的麻醉效果，其优点是易于调节麻醉的深度和时间，缺点是中、小型动物较适用，对大型动物的吸入麻醉操作复杂，一般不用。 （2）注射麻醉法。 操作简便，是实验室最常采用的方法之一。 常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。 腹腔给药麻醉多用于大鼠、小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用于静脉给药进行麻醉。 在麻醉兴奋期出现时，动物挣扎不安，为防止注射针滑脱，常用吸入麻醉法进行诱

27、导，待动物安静后再行腹腔或静脉穿刺给药麻醉。 在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需的麻醉程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深导致动物死亡。 由于各种麻醉剂作用的时间长短以及毒性的差别，所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量（附录三）。 2、动物局部麻醉方法： 用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部麻醉区。 特点： 动物保持清醒，对重要器官功能干扰小，麻醉并发症少，适用于大中型动物的短时实验。 进行局部麻醉时应首先将动物固定好，然后在实验操作的局部区域，用皮试针头作皮内注射，形成橘皮样皮丘；换成局麻

28、长针头，由皮点进针，放射到皮点周围继续注射，在扩大浸润范围时，针尖应从已浸润过的部位刺入，直到要求麻醉区域的皮肤都浸润到为止。 可以根据实验操作要求的深度按照皮下、筋膜、肌肉、腹膜或骨膜的顺序，依次注入麻药，以达到麻醉神经末梢的目的。 每次注射时，必须先抽注射器，以免将麻醉药注入血管内引起中毒反应。 （1）表面麻醉： 利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞表面的神经末梢。 （2）区域阻滞麻醉： 在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导。 普鲁卡因为常用药。 （3）神经干(丛)阻滞麻醉： 在神经干(丛)的周围注射麻醉药，阻滞神经干(丛)的传导,使其所支配的区域无疼痛。 常用药为利多卡

29、因。 （4）局部浸润麻醉： 将麻醉药物注射在皮肤、肌下组织或手术视野深部组织，靠药液的张力弥散而浸入组织，麻醉感觉神经末梢，使痛觉消失。 常用药为普鲁卡因。 （三）麻醉剂使用注意事项 给动物施行麻醉术时，由于动物种属间的差异等情况，所采用的麻醉方法和麻醉剂亦有所不同。 1、麻醉剂的用量除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性，以及体重与所需剂量的关系。 一般情况下，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况，尤其是采用静脉注射，绝不可用按体重计算出的剂量轻易进行注射。 2、动物在麻醉期体温容易下降，影响实验的准确性，要采取保温措施；在冬季作慢性实验时，麻醉剂在注射前应加热至动物的体温水平。 3、静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。 配制的药液浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。