动物实验报告0623000612.docx

1、动物实验报告0623000612实验动物学实验报告学院:学号:姓名时间:实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖 刀； 1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液； 2% 水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起， 置于鼠笼或实验台向后拉， 在其向前爬行

2、时， 用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤， 将鼠体置于左手心中， 把后肢拉 直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验 动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生 殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有 一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口， 左耳为十位， 右耳为个位。2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发

3、生长方向刷。4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45 C温水中浸 泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去 1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取 血后，先用棉球压迫止血并立即用 6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结 一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交 替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取 0.20.3ml血，切割后用棉球压 迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血， 进行血 常规检查。2） 眼眶后静脉丛取血当需中等量

4、的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。 用左手固定鼠，尽量捏 紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难， 使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁 向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠23mm。当感到有阻力时再稍后退，保持 水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后， 拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血 0.20.3ml。3） 心脏取血动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在 左侧第34肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有 45号针头的注射器， 选择心搏最强处穿刺， 当针刺入心脏

5、时， 血液由于心脏跳动的力量自动进人注射 器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针 尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤 心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留 动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物 口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时， 应立即停止进针或将针拔出， 以兔损伤或穿破食道以及 误入气管。一般当

6、灌胃针插入小鼠 34cm，常用的灌胃量小鼠为0.21ml ；2） 皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然 后将皮肤提起， 注射针头取一钝角角度刺入皮下， 把针头轻轻向左右摆动， 易摆 动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针 时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。3） 肌肉注射给药 小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时， 采用肌肉注射。 操作时 1 人保定小鼠， 另一人用左手 抓 住小鼠的 1 条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈 90角迅速插入 1/4, 注

7、入药液 .用药量不超过 0.1ml/10g 体重。4） 腹腔注射给药 左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针 3nm 左右，接 着使 注射针头与皮肤呈 45角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹 肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、 肠液和尿液后即可注射药液。5） 尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用4550 C的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩 张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使

8、静脉充盈，用中 指从下面托起尾巴， 以无名指和小指夹住尾巴的末梢， 右手持注射器， 使针头与 静脉平行（小于30C）,从尾下四分之一处（约距尾尖 2-3厘米）处进针，此处 皮薄易于刺入， 先缓注少量药液， 如无阻力， 表示针头已进入静脉， 可继续注入。 注射完毕后把 尾部向注射侧弯曲以止血。 如需反复注射， 应尽可能从末端开始， 以后向尾根部方向移动注射。动进入注射器。6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。用酒精棉球将小鼠 腹部的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用 手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。内部脏器观察1

9、） 肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。2） 心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。3） 肝：附于隔上，呈暗褐色，分 5 叶。4） 胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。5） 肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。6） 脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。7） 胰：在十二指肠附近，呈粉红色。8） 肾：右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管， 开口于膀胱背侧。9） 卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。小鼠为 双角子宫，为 Y 字形。10 ）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊 内。实验二：大鼠

10、实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血） ；5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内 注射、麻醉）；6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、 实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；2、 实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、 1ml 注射器、 5ml 注射 器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、 10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1. 抓取和固定 右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉

11、鼠尾， 大鼠向前挣脱时， 用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。 其余手指及 掌心夹住背部和尾部， 将大鼠尾巴钩绕于小指上， 将尾巴固定。 注意不要用力过 大使大鼠窒息死亡。2. 性别鉴定 成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中， 故其阴囊明显， 成年雌鼠可见阴道开口和乳 头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定， 雄性：距离长，毛发密（和 其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。3、 给药1）灌胃 : 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠 头部朝上， 从大鼠口角一侧进针， 沿咽后壁缓缓插入食道。 若感到巨大阻力或动 物挣扎时， 应立即停止进针或将针拔出， 以免损伤或穿破食

12、道以及误入气管。 一 般当灌胃针插入大鼠 45cm ，常用的灌胃量大鼠为 0.51ml ；（若药物灌入肺中， 大鼠死亡）。2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针， 45 度沿腹白线两侧进针，刺 入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔， 当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。 针头刺 入皮肤后进针 3nm 左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进 针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药 液。3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定 在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用 4550 C的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使 血管扩张，并可使表皮角质软化， 以

13、左手拇指和食指捏住鼠尾两侧， 使静脉充盈， 用中指从下面托起尾巴， 以无名指和小指夹住尾巴的末梢， 右手持注射器， 使针 头与静脉平行（小于30 C）,从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽 出血液后， 表示针头已进入静脉， 可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。 注射完毕后 用干棉球压迫尾部向注射以止血。 如需反复注射， 应尽可能从末端开始， 以后向 尾根部方向移动注射。 （切勿从后 3/1 处注射，此处大鼠易发生断尾现象） 。4） 皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指 捏住腹部皮肤， 右手持针沿纵轴方向刺入皮下， 进针时感觉有阻力， 继续刺入后 突然阻力消失，判断针

14、头可活动后注射入药液。 注射成功后可见一个小丘状隆起， 经过段时间后注射入的药物可被吸收。5） 皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤， 右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤， 注射药液。 若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为避免药液流出， 停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。4. 麻醉：抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按 10%水合氯醛 2ml/kg 的用量） 将适量的麻醉剂注射如大鼠体内， 等待几分钟后观察大鼠反应。 若大鼠行动迟缓 或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。5. 釆血1）尾静脉采血先将大鼠

15、固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用 4550 C的温水浸润半分 钟或用酒精擦拭使血管扩张， 并可使表皮角质软化， 以左手拇指和食指捏住鼠尾 两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢， 右手持注射器，使针头与静脉平行（小于 30 C）,从尾上三分之一处进针，此处 皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次 0.1ml 。2） 心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心 脏的位置（为搏动为剧烈处） 。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴 剑突下以 30 度角向前刺入 2.5cm 左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏 动的力量进入注射器内。

16、 此时固定针管及心脏的位置， 继续采血。 采血完成后拔 出针头，用干棉球按压住针头的位置。 （每次采血量可达 23ml ）。3） 腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将 腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱） ，右手持注射器， 针尖斜面朝下，入针角度约 2530 度，朝向心端方向刺入，深度以 5mm 左右 为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。一般 体重 200300g 大鼠可采集血液 810ml ，采样过程迅速。6. 大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上， 仰位放置， 充分暴露颈部、 胸部和腹 部。用酒精棉球将小鼠腹部

17、的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸 部的皮肤剪开， 然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开， 仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各 内脏器官。内部脏器观察：1） 肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。2） 心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。 （乳白色胸腺附于 主动脉弓前部）。3） 肝：紧邻隔下，呈暗褐色，分 7 叶，无胆囊。4） 胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。5） 肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。7）胰：在十二指肠附近，不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺

18、 （米粒大小）， 每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵 巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“ V”字形，经阴道开口于体外。10） 睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至 阴囊内。11） 颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌 下腺。实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作， 掌握豚鼠和家兔的一般操作方法， 包括豚鼠的抓取和固定、 性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴 定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静

19、脉空气栓塞法注射、家兔解剖，了解 豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。二、实验材料1、 实验动物： 豚鼠 1 只（雌性）、家兔 1 只（雄性）2、 实验器械及试剂： 鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、 5ml 注射 器、眼科剪、弯头镊、导尿管、 10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定 豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。其 余手指及掌心夹住背部和尾部，豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功， 注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。2、豚鼠性别鉴定 将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上，用手按压豚鼠的会阴部，观察是否有阴茎 出现即可判断雌雄。雄性豚鼠可观

20、察到阴茎，雌性豚鼠可观察到会阴部。3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上，右手持针，于豚鼠腹部呈 30 度沿腹白 线两侧进针， 刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔， 当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有 落空感。针头刺入皮肤后进针 3nm 左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾 斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿 液后即可注射麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量，豚鼠体重260g，故需 注射 1.1ml10% 水合氯醛）。将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内，等待几分钟后观察豚鼠反应。 若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功。 若注射过量麻醉剂易造成豚 鼠死亡 4、豚鼠心脏釆

21、血 将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置（为搏 动为剧烈处，通常在胸骨左缘） 。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，在三四 肋间进针以 30 度角向左上刺入 2.5cm 左右，边进针边回抽针管，可见血液借心 脏搏动的力量进入注射器内。 此时固定针管及心脏的位置， 继续采血。 采血完成 后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。 （每次采血量可达 45ml ）。5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、 胸部和腹部。用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹 部和胸部的皮肤剪开， 然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开， 仔细观察豚鼠腹

22、腔和胸 腔的各内脏器官。内部脏器观察： 1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶；2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。 （乳白 色胸腺附于主动脉弓前部） ；3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，分四个主叶和四个小叶，可见一 光亮的胆囊附着于肝下；4）胃：分两部，贲门部和幽门部，胃容量约 20-30g ；5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠，大肠 包括结肠、盲肠和直肠。盲肠特别发达，占腹腔容积的 1/3 ，占体重的 15% ；6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状；7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，不规则状且呈粉红 色；8）肾：为黄豆大小， 右肾比左肾位置稍高 ，肾脏

23、前方有肾上腺 （米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧；9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵 巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管， 输卵管连接于下方子宫， 两侧子宫结合形 成“V”字形，经阴道开口于体外。6、家兔的抓取和固定自笼内取出时，用手抓住家兔颈部被毛与皮肤，另一手托住其臀部，将其中 心承托在掌上。 切忌强提兔耳或某一肢体。 用兔盒将家兔的头部及四肢固定， 使 其头部无法向后缩即为固定成功。7、家兔的性别鉴定 家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定。将家兔抓取后使其腹面朝上，用手 按压家兔的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。 雄性家兔可观察到阴茎， 雌性家

24、兔可观察到会阴部。8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后，先拔去耳缘静脉注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳使静 脉充盈。或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后， 左手食指与中指夹住 静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持 5ml 注射器从远端刺入，然后移动左手拇指固定针头，回抽注射器，若有血液进 去注射器即为采血成功，继续缓慢采血。一次最多可采 5ml 。9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳，用棉绳固定家兔开口，将导尿管从家 兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。插入约导尿管的 2/3 的位置。回抽针管，观 察到无气体进去针管后注射药物。灌胃完毕后先取出导尿管后

25、松开棉绳。10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针， 回抽针管后若有回血， 则可将适 量麻醉剂（按 10% 水合氯醛 4ml/kg 的用量）。将适量的麻醉剂注射入家兔体内， 等待几分钟后观察家兔反应。若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功。11、家兔处死（空气栓塞法）以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针， 向耳缘静脉中注入一定量的空气 （ 5ml 即可），使之发生空气栓塞而致死。观察到注入空气的家兔挣扎了两下后 瞳孔扩散。12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上， 仰卧位放置，充分暴露颈部、 胸部和腹部。用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿。 用手术剪沿腹中线将家兔 腹部和胸部的

26、皮肤剪开， 然后用手术剪将腹腔和胸腔打开， 仔细观察家兔腹腔和 胸腔的各内脏器官。内部脏器观察： 1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶。胸腔中间有纵膈将胸腔 分为左右两部，互不相通。2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，由左心房、左心室、右心 房、右心室组成。3）肝：紧邻隔下，呈暗红色， 可见一墨绿色的胆囊附着于肝下。4）胃：分两部，贲门部和幽门部。5）肠：分小肠和大肠，其总长度为体长的 10 倍。盲肠非常大， 长约 0.5 米。在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁，呈圆形，为圆小囊。6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，为分布零散而不规 则状且呈粉红色

27、，与脂肪相似但颜色不同。8）肾：为扁豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺 （米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。9）雄兔睾丸下降到阴囊，两侧阴囊为乳白色。实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧，要求初步 掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作，了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠（雌雄各一只） ；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、 5ml 注射器、眼

28、科剪、弯头镊、 10% 水合氯 醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术 小鼠常规麻醉，采用俯仰卧位，置于固定台上。尿道口上 5mm 处脱毛，常 规消毒。在腹白线左或右 2-3mm 处平行于腹白线开一个 5-8mm 手术口直达腹 腔。进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织。 将脂肪组织拉至腹腔， 分离附睾 并结扎相关血管，即可切除睾丸。将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口。小鼠常规麻醉，采用俯卧或侧卧位，置于 固定台上，以肋下 0.5cm ，脊柱处 1cm 为中心剪除或拔出长毛，常规消毒，切 口约0.5cm,切开皮肤，一边扩张一

29、边钝性分离，用眼科镊夹住创口看到的肌层， 在离脊柱肋下剪开腰肌，长约 0.5 切口，立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧 密相连的子宫角， 用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口， 在子宫角上部 及下部的输卵管的部位做两个结扎， 结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角， 将卵 巢摘除，检查有无出血，把脂肪组织推回腹腔内，将腹膜与肌层一起缝合，缝合 皮肤。背部切口创伤小，直观，视野清楚，易操作，不需牵拉其它脏器，手术时间短。3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内，将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠 的尾部。此方法一个可以同时做几只，省时间。而且有自体移植，可以用于鉴别 植皮的脱落是排

30、斥反应，还是手术失败造成的。麻醉动物，用 75% 的酒精棉球， 消毒动物的尾部以及手术者的双手， 随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根， 拇指 与无名指夹紧鼠尾的尖部。 右手用手术刀在尾皮上割一块长约 0.75cm 长的尾皮， 刀口深度应露出白色的健， 但又不割坏血管。 这样即提供了一块供体植皮， 又得 到一处受体植床。 取下皮片后， 将皮片手术刀从右手方向转到左手方向， 这样皮 片也就旋转了 180 度，使皮片上的毛与尾部的毛长向相反，然后用眼科镊将植 皮镶嵌到异体的尾部植床上， 用滤纸轻轻地来回按几下皮片， 使其尽可能紧贴在 上面，本次实验由于时间限制，不进行结果观察。4、孕鼠剖腹取胎实验1）

31、以颈椎脱臼法将孕鼠处死后，取仰卧位固定小鼠于动物固定板上，暴露腹部 手术部位进行酒精消毒；（注意处死动作要快， 勿用力按压腹部， 防止胎儿受损。）2）用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜，暴露子宫，用止血钳分别夹住 子宫颈部和两侧卵巢韧带， 剪断后取出子宫。 取下子宫用盐水冲洗下， 剪开子宫 尽快将胎儿连胎盘一同取出。3）用棉球擦拭幼鼠， 轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸， 待新生鼠呼吸， 血循环正常后，以止血钳扎断脐带。4）本组孕鼠经剖腹产手术得到 18 只小鼠。新生小鼠体表无毛，皮肤红润，眼 闭，胸前有一个深红色胎盘附于其上，体表略湿。实验五 大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验一

32、、实验目的通过实际操作， 掌握大鼠阴道涂片的制作方法及性周期的观察； 强化实验动 物疾病模型的基本概念， 掌握诱发性急性肺水肿动物模型的建立方法， 观察肺脏 的病理变化； 通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种的流程及操作技巧， 金黄地鼠的颊 囊及比格犬的年龄判断、前肢背桡外侧静脉和后肢侧皮下小静脉的采血操作。二、实验材料1. 实验动物： SD 大鼠，裸鼠，金黄地鼠，比格犬；2. 实验材料：毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、 846 合 剂、手术剪、手术镊、 2ml 注射器、 5ml 注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡 皮绑带、显微镜。三、实验内容1. 大鼠阴道涂片及性周期观察2. 大鼠急性肺水肿模型的建立3. 裸鼠肿