动物实验报告.docx

1、动物实验报告 This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020动物实验报告实验动物学实验报告 学 院： 学 号： 姓 名 时 间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细

2、玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞

3、或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取血，切割后用棉球压迫止血

4、。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠23mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第34肋间，用左手食指摸

5、到心搏处，右手取连有45号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃 左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止

6、进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠34cm，常用的灌胃量小鼠为1ml；2）皮下注射给药 皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。3）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓 住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90角迅速插入1/

7、4,注入药液.用药量不超过10g体重。4）腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使 注射针头与皮肤呈45角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。5）尾静脉注射给药 鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中，使尾巴露出，尾部用4550的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名

8、指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把 尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。动进入注射器。6、小鼠的解剖 将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。 内部脏器观察1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。2）心脏：呈圆锥状，位于近

9、胸骨端，心尖位于第四肋间。3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。8）肾：右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。小鼠为双角子宫，为Y字形。10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、

10、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定 右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固

11、定。注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。2.性别鉴定 成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。3.给药1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入大鼠45cm，常用的灌胃量大鼠为1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。 2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹

12、肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用4550的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注

13、入小鼠尾静脉中。注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为

14、避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。4.麻醉： 抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。5.釆血1）尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用4550的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每

15、次。2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达23ml）。3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约2530度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继

16、续采血。一般体重200300g大鼠可采集血液810ml，采样过程迅速。6.大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上，仰位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。内部脏器观察：1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）。3）肝：紧邻隔下，呈暗褐色，分7叶，无胆囊。4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。6）脾：脾斜卧在胃的左侧，

17、呈深红色，长条扁平状。7）胰：在十二指肠附近，不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。 8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“V”字形，经阴道开口于体外。10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。11）颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作，掌握豚鼠和家兔的一般操作方法，包括豚

18、鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖，了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。二、实验材料1、实验动物：豚鼠1只（雌性）、家兔1只（雄性）2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定 豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功，注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。2、豚鼠性别鉴定 将豚

19、鼠抓取固定后使其腹面朝上，用手按压豚鼠的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性豚鼠可观察到阴茎，雌性豚鼠可观察到会阴部。3、豚鼠麻醉 左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上，右手持针，于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量，豚鼠体重260g，故需注射%水合氯醛）。将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内，等待几分钟后观察豚鼠反应。若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功

20、。若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡。4、豚鼠心脏釆血 将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处，通常在胸骨左缘）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，在三四肋间进针以30度角向左上刺入左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达45ml）。5、豚鼠解剖 将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察豚鼠腹

21、腔和胸腔的各内脏器官。内部脏器观察：1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶； 2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）； 3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，分四个主叶和四个小叶，可见一光亮的胆囊附着于肝下； 4）胃：分两部，贲门部和幽门部，胃容量约20-30g； 5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠，大肠包括结肠、盲肠和直肠。盲肠特别发达，占腹腔容积的1/3，占体重的15%； 6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状； 7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，不规则状且呈粉红色； 8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺（米

22、粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧； 9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“V”字形，经阴道开口于体外。6、家兔的抓取和固定 自笼内取出时，用手抓住家兔颈部被毛与皮肤，另一手托住其臀部，将其中心承托在掌上。切忌强提兔耳或某一肢体。用兔盒将家兔的头部及四肢固定，使其头部无法向后缩即为固定成功。 7、家兔的性别鉴定 家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定。将家兔抓取后使其腹面朝上，用手按压家兔的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性家兔可观察到阴茎，雌性家兔可观察到会阴部。 8、家兔耳缘静脉

23、采血 用兔盒固定家兔后，先拔去耳缘静脉注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳使静脉充盈。或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持5ml注射器从远端刺入，然后移动左手拇指固定针头，回抽注射器，若有血液进去注射器即为采血成功，继续缓慢采血。一次最多可采5ml。9、家兔灌胃给药 兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳，用棉绳固定家兔开口，将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。插入约导尿管的2/3的位置。回抽针管，观察到无气体进去针管后注射药物。灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳。10、家兔麻醉 以耳缘静脉采血的方式在耳缘静

24、脉处进针，回抽针管后若有回血，则可将适量麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量）。将适量的麻醉剂注射入家兔体内，等待几分钟后观察家兔反应。若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功。11、家兔处死（空气栓塞法） 以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，向耳缘静脉中注入一定量的空气（5ml即可），使之发生空气栓塞而致死。观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散。12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿。用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔打开，仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官。内部脏器

25、观察：1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶。胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部，互不相通。2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，由左心房、左心室、右心房、右心室组成。3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，可见一墨绿色的胆囊附着于肝下。 4）胃：分两部，贲门部和幽门部。5）肠：分小肠和大肠，其总长度为体长的10倍。盲肠非常大，长约米。在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁，呈圆形，为圆小囊。6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，为分布零散而不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。8）肾：为扁豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输

26、尿管，开口于膀胱背侧。9）雄兔睾丸下降到阴囊，两侧阴囊为乳白色。实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧，要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作，了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠（雌雄各一只）；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术 小鼠常规麻醉，采用俯仰卧位，置于

27、固定台上。尿道口上5mm处脱毛，常规消毒。在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔。进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织。将脂肪组织拉至腹腔，分离附睾并结扎相关血管，即可切除睾丸。将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。2、小鼠卵巢切除手术 小鼠卵巢切除术多采用背部切口。小鼠常规麻醉，采用俯卧或侧卧位，置于固定台上，以肋下，脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛，常规消毒，切口约，切开皮肤，一边扩张一边钝性分离，用眼科镊夹住创口看到的肌层，在离脊柱肋下剪开腰肌，长约切口，立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角，用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口，在子宫角上部及下部

28、的输卵管的部位做两个结扎，结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角，将卵巢摘除，检查有无出血，把脂肪组织推回腹腔内，将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。背部切口创伤小，直观，视野清楚，易操作，不需牵拉其它脏器，手术时间短。3、近交系小鼠皮肤移植实验 尾尾植皮法是在一组近郊系内，将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部。此方法一个可以同时做几只，省时间。而且有自体移植，可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应，还是手术失败造成的。麻醉动物，用75%的酒精棉球，消毒动物的尾部以及手术者的双手，随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根，拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部。右手用手术刀在尾皮上割一块长约长的尾皮，刀口深度应露出白色的

29、健，但又不割坏血管。这样即提供了一块供体植皮，又得到一处受体植床。取下皮片后，将皮片手术刀从右手方向转到左手方向，这样皮片也就旋转了180度，使皮片上的毛与尾部的毛长向相反，然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上，用滤纸轻轻地来回按几下皮片，使其尽可能紧贴在上面，本次实验由于时间限制，不进行结果观察。4、孕鼠剖腹取胎实验1）以颈椎脱臼法将孕鼠处死后，取仰卧位固定小鼠于动物固定板上，暴露腹部手术部位进行酒精消毒；（注意处死动作要快，勿用力按压腹部，防止胎儿受损。）2）用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜，暴露子宫，用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带，剪断后取出子宫。取下子宫用盐水冲洗下，

30、剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出。3）用棉球擦拭幼鼠，轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸，待新生鼠呼吸，血循环正常后，以止血钳扎断脐带。4）本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠。新生小鼠体表无毛，皮肤红润，眼闭，胸前有一个深红色胎盘附于其上，体表略湿。实验五 大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验一、实验目的 通过实际操作，掌握大鼠阴道涂片的制作方法及性周期的观察；强化实验动物疾病模型的基本概念，掌握诱发性急性肺水肿动物模型的建立方法，观察肺脏的病理变化；通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种的流程及操作技巧，金黄地鼠的颊囊及比格犬的年龄判断、前肢背桡外侧静脉和后肢侧皮下小静脉的采血操作。二、实验材料1

31、. 实验动物：SD大鼠，裸鼠，金黄地鼠，比格犬；2. 实验材料：毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、846合剂、手术剪、手术镊、2ml注射器、5ml注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡皮绑带、显微镜。三、实验内容1. 大鼠阴道涂片及性周期观察2. 大鼠急性肺水肿模型的建立3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验4. 比格犬年龄判断5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血6. 金黄地鼠颊囊的观察四、实验方法与步骤1. 大鼠阴道涂片及性周期观察哺乳类动物在性成熟后出现动情周期变化，其中啮齿类动物在动情周期不同阶段引导粘膜发生比较典型的变化。因此可将阴道分泌物涂片染色，根据图片的细胞学改变来鉴别性周期的不同阶段。左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，以充分暴露雌鼠阴道。用滴管吸生理盐水1-2滴，然后插入大鼠阴道深部反复冲洗，吸出洗液滴一滴涂于载玻片上，用酒精将片子烘干，吸阴道分泌物时，要反复冲洗4-5次，确保吸到阴道分泌物。用吉姆萨染液染色20min，水洗，在显微镜下观察。显微镜下看到大量角化细胞，没有找到明显有核细胞和分叶细胞，可能是烘干片子时细胞结构被破坏。实验中观察到聚集的有核细胞，无核细胞均有，且细胞量少，估计该大鼠处于发情间期。2. 大鼠急性肺水肿模型的建立称