芦荟的组织培养快速繁殖技术.docx

1、芦荟的组织培养快速繁殖技术辽宁林业职业技术学院园林专业毕业论文芦荟的组织培养快速繁殖技术学生姓名： 聂瑛磊 学号： 05050819 指导教师： 刘姗姗 专业： 园 林 年级： 058 班 2008年 3 月 19 日摘要1关键词11引言12方法12.1材料与培养基12.1.1材料的选择12.1.2培养基的选择与配制22.1.3植物生长调节剂的使用22.2愈伤组织培养22.3继代培养32.4分化培养32.5生根培养及苗床假植32.6炼苗32.7移栽32.8脱水32.9栽植33影响芦荟组织培养效果的因素43.1不同外植体的接种效果43.2培养条件的影响43.3不同浓度细胞分裂素对芦荟分化的影响4

2、3.4温度对芦荟分化的影响53.5光照对芦荟分化的影响53.6无机盐对芦荟苗生根的影响53.7活性炭对芦荟生根的影响53.8不同栽培基质对芦荟组培秒生长的影响63.9不同栽培气候条件对芦荟组培苗生长的影响64芦荟组织培养中褐化与玻璃化的控制64.1褐化对芦荟组培的影响及控制64.2玻璃化对芦荟组培的影响和控制65结果与分析75.1芦荟外殖体的诱导的两种途径75.2快速增殖75.3细胞分裂素对分化的影响76结论7致谢8参考文献9芦荟组织培养与快速繁殖技术研究摘要：芦荟（Aloe）是百合科芦荟属多年生常绿多肉质草本植物。原产于非洲干燥地区，集药用、观赏、美容、保健于一身，全植株均可入药，具有清热、

3、消炎、通便作用，可治疗冲叮、溃疡、支气管哮喘、热结便秘等，有极高的开发应用价值，有着“绿色黄金”之称。在我国，随着人们生活水平不断提高和保健们意识的不断增强，芦荟作为保健食品逐渐受到人们的喜爱，生产上对芦荟种苗的需求也日益增加，芦荟产业发展开始走向规模化。本文利用植物组织培养的原理和方法，主要就芦荟组织培养与快繁技术从培养基选择、接种增殖试验、繁殖的具体方法、各因素对了芦荟组织培养的影响和常见的问题等方面进行了系统的研究和阐述，对芦荟的生产化具有一定的参考应用价值和意义。关键词：芦荟，组织培养，快速繁殖1.引言近年来，由于芦荟化学及药理学研究的深入，现已形成了一股世界性的芦荟保健热，从而就带动

4、了我国芦荟栽培产业的发展。现在，芦荟的栽培产业也已开始在我国兴起，但由于芦荟不能自花授粉结实(虽然能开花，但大多数栽培种的芦荟花粉是不孕的，不易产生种子)。因此，用种子繁殖非常困难。目前的繁殖方法主要是分株和分蘖，但难以快速、大量地繁殖种苗，难以满足当今芦荟种植业对种苗的需求。这也是当前芦荟种苗昂贵的重要原因之一。用植物组织培养方法可在短期内繁殖大量规格划一、种性稳定的种苗，具有成本低、效益高的特点。2.方法2.1材料与培养基材料为l0l5cm高的芦荟幼苗愈伤组织诱导培养基为MS+(16mg/ L)BA+(0.10.5mg/L)NAA分化培养基为MS+(24mg/L)BA+ (0.10.5mg

5、/L)NAA生根培养基为MS+(0.10.5mg/L)IBA+(25mg/L)PP332.1.1材料的选择用芦荟的叶片、茎秆等作为外植体进行组织培养，很难获得成功，因为其分泌的黏液含有较高的多酚氧化酶，其活性使试验材料很快会褐化，甚至变黑；应从健壮生长的芦荟成年植株上摘取侧生嫩芽，取芽时最好用手将芽从母株上掰下，不用剪刀等工具切割，因为掰下的芽在培养时分泌产生相对较少的酚类化合物，对以后培养过程中防止褐化有所帮助，而切割的芽容易产生过多的酚类化合物，在以后的培养过程中易发生褐化。2.1.2培养基的选择与配制培养基是活体植物组织体外保存、生长发育的营养来源。不同的植物都有自己最适合的组培培养基。

6、多数学者认为，MS培养基适宜芦荟芽的分化和增殖培养。潘学峰等筛选古巴芦荟(A.cubana) 侧芽分化的最佳培养基时发现，MS培养基诱导出的侧芽数最多，是芦荟外植体侧芽分化最理想的培养基；其次是H培养基，较差的是KC培养基。以MS培养基为例，其组成是在配制1升（1000毫升）培养基时，加硝酸铵1.65克、硝酸钾1.9克、氯化钙0.44克、硫酸镁0.37克、磷酸二氢钾0.17克、碘化钾0.83毫克、硼酸5.2毫克、硫酸镁22.3毫克、硫酸锌3.6毫克、钼酸钠0.25毫克、硫酸铜0.025毫克、氯化钴0.025毫克、硫酸铁27.8毫克、蔗糖30克和琼脂7克。其他生长调节物质要根据花卉的种类和培养目

7、的而确定。大量元素浓度高时有利于发展茎叶，而较低时有利于生根，MS培养基中大量元素浓度过高，为此常采用1/2、1/4大量元素浓度作培养用，仅用很低的细胞分裂素，并加入适量的生长素，用的最普遍的是NAA，这样生长效果较好。2.1.3植物生长调节剂的使用在芦荟组织培养中，使用的生长素类有IBA和NAA，细胞分裂素较多是是6-BA，ZT和KT使用较少。生长素类物质与细胞分裂素类物质搭配使用对芽的分化和增殖效果较好，而生根培养多数单独使用IBA或NAA。在促进侧芽产生时往往使用较高浓度的细胞分裂素，在一定浓度范围内，如使用较高浓度是6-BA可明显促进侧芽产生，随着6-BA浓度的声高，分化的芽也随之增加

8、。但是，6-BA在培养过程中存在一定程度的累积效应，过高浓度的细胞分裂素会抑制新芽的发生和生长，且导致培养材料变异的机率增大。适宜浓度的IBA比NAA更有利于芽的分化和增殖，有实验表明：在相同的6-BA浓度下，IBA作用比NAA更有效，增殖率较高，苗生长粗壮，黄叶，畸形叶很少出现。若培养基中不加IBA或其浓度过低，则芽变纤细，不利于移栽成活；但高浓度的IBA明显抑制了芽的分化。2.2愈伤组织培养将准备好的芦荟幼苗在清水中冲洗数次，剪去叶片和大部分茎段，取茎尖部分，再冲洗12次，淋干。在超净工作台上，先用75%的乙醇将茎尖浸泡3060s，再用升汞浸泡5-l0min，最后用无菌水冲洗数次。用解剖刀

9、取出包括茎尖生长点的组织切块，接种到愈伤组织诱导培养基MS+6-BA4.0mg/L+NAA0.2mg/L上。茎尖和茎段各接种10瓶，每瓶接2块。培养条件为:每天光照 1012h，光照度为 10002000Lx，温度(252)。大约1525d后，试管中接种的外植体就可以膨大，形成愈伤组织。愈伤组织的形成标志着接种的外植体的生长状态已脱离分化状态，开始重新恢复分生能力。愈伤组织形成1周后，就可将愈伤组织转管进行继代培养或分化培养。2.3继代培养将愈伤组织在无菌条件下，从试管中取出，用镊子和解剖刀剔除附着在愈伤块上的培养基，并用无菌水反复清洗数次，直至愈伤块上无残留培养基为止。用解剖刀将愈伤块切成数

10、个小块，再接种到装有愈伤组织诱导培养基的三角瓶中，在与诱导愈伤组织相同的培养条件下继续培养。几天后，三角瓶中的小愈伤块即可逐渐长大，这一过程称作继代培养，可反复操作。通过愈伤组织的继代培养，原来接种的1个芦荟茎尖组织可繁殖出大量的新接种材料来，用于分化培养。2.4分化培养 将愈伤组织在无菌条件下，从试管或三角瓶中取出，用无菌水洗净，切成小接种块，接种到装有分化培养基的三角瓶中，分化培养的条件同愈伤组织培养。大约3050d后，愈伤组织就可分化出芽，并继续长出小叶片。当分化出的幼苗长到一定高度或分化出一定数量后，将这些小幼苗在无菌条件下取出，进行生根培养或重新诱导分化。2.5生根培养及苗床假植当三

11、角瓶中的幼苗叶片长到3cm左右时，将幼苗在无菌条件下取出，放入装有生根培养基MS+NAA0.5mg/L+IBA0.2mg/L的三角瓶中培养，培养条件同分化培养。大约半个月后，幼苗即可生根。2.6炼苗当幼苗的根长到一定长度，幼苗形体已显健壮时，移至大棚内，以60%的黑纱遮光炼苗。将幼苗取出，在清水中洗除附着在根上的培养基(注意:一定要严格洗净，否则会烂根)。将洗净的幼苗排好，用清水喷湿，在1525、湿度60%80%的条件下炼苗24h，也可视情况缩短为l2h。2.7移栽将锻炼后的芦荟试管苗从接种袋里取出，在清水中洗掉培养基，并在0.1%高锰酸钾溶液中浸泡消毒约1分钟，然后置于遮光透风的大棚内晾干水

12、分，再假植于沙质苗床中，淋足定根水并以75%的黑纱遮光，待苗床表面的细纱干白后再淋水，20天后调查小苗的成活率，视幼苗长势，即可移栽到苗圃中。2.8脱水将消毒后的芦荟苗取出，摆放在干燥的室内地板上，使其自然脱水，以叶片稍有收缩为度。2.9栽植基质以河沙或疏松肥沃的沙质壤土为好，切忌土质粘重、渍水，不可栽植过深，栽稳即可。成活关键：1、温度适宜；2、提高周围的空气湿度(90100%)，使叶面的蒸腾较少，尽量接近培养瓶中的条件，可通过加覆塑料薄膜或在温室内种植来调节。3、种植介质要保水透气，先经灭菌处理，不可过湿过干。4、注意光、温条件，光照不能太弱，以强度较高的漫射光为好。要有足够保证小苗进行光合作用。5、喷药宜710天喷一次，水中可加入0.1%的肥料，或用1/2MS大量元素的水溶液作追肥，可加快苗的生长与成活。3影响芦荟组织培养效果的因素3.1不同外植体的影响据对茎、叶分别进行诱导、分化实验观察，在同一培养基上，茎的平均诱导分化率在 90%以上，而叶片基本保持不分化状态。因此，以茎段作为试验材料效果较好。芦荟外植体接种于MS+6-BA4.0mg/L+NAA0.2mg/L诱导培养基中，培养7天后开始转绿，20天后从叶腋处诱导出分化芽，诱导率达95%，但茎段容易因消毒时间过长而变褐死亡。3.2培养条件的影响 培养基酸碱度