生理学学生实验报告.docx

1、生理学学生实验报告 昆明理工大学医学院生理学实验报告 (供临床医学专业使用) 实验一 坐骨神经-腓肠肌标本制备1 实验目的 1.学习机能学实验基本的组织分离技术；2.学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法；3.了解刺激的种类。2 实验原理蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。在机能学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性，刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等，制备坐骨

2、神经腓肠肌标本是机能学实验的一项基本操作技术。3 实验对象蛙4 实验药品任氏液5 仪器与器械 普通剪刀、手术剪、眼科镊(或尖头无齿镊)、金属探针(解剖针)、玻璃分针、蛙板(或玻璃板)、蛙钉、细线、培养皿、滴管、电子刺激器。6 实验方法与步骤 破坏脑、脊髓取蛙一只，用自来水冲洗干净(勿用手搓)。左手握住蛙，使其背部向上，用大拇指或食指使头前俯(以头颅后缘稍稍拱起为宜)。右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管(图3-1-1)。然后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针23次，捣毁脑组织。如果探针在颅腔内，应有碰及颅底骨的感觉。再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向尾端，捻动探针使其刺入椎管，捣毁脊

3、髓。此时应注意将脊柱保持平直。针进入椎管的感觉是，进针时有一定的阻力，而且随着进针蛙出现下肢僵直或尿失禁现象。若脑和脊髓破坏完全，蛙下颌呼吸运动消失，四肢完全松软，失去一切反射活动。此时可将探针反向捻动，退出椎管。如蛙仍有反射活动，表示脑和脊髓破坏不彻底，应重新破坏。图2-1-1 捣毁蟾蜍脊髓 剪除躯干上部、皮肤及内脏 用左手捏住蛙的脊柱，右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断(图3-1-2)，然后左手握住蛙的后肢，紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去(注意避开坐骨神经)，并剪去肛门周围的皮肤，留下脊柱和后肢(图2-1-3)。 图2-1-2横断脊柱 图2-1-3 剪除躯干上部及内脏 剥皮

4、 一只手捏住脊柱的断端(注意不要捏住脊柱两侧的神经)，另一只手捏住其皮肤的边缘，向下剥去全部后肢的皮肤(图2-1-4)。将标本放在干净的任氏液中。将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。图2-1-4 剥去皮肤 分离两腿 用镊子取出标本，左手捏住脊柱断端，使标本背面朝上，右手用粗剪刀剪去突出的骶骨(也可不进行此步)。然后将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半(注意勿伤坐骨神经)。将其中一半后肢标本置于盛有任氏液中备用，另一半放在蛙板上进行下列操作。 辩认蛙后肢的主要肌肉蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对

5、应的椎间孔穿出汇合而成，行走于脊柱的两侧，到尾端(肛门处)绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌。 游离坐骨神经和腓肠肌用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经，然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤及神经，其分支待以后用手术剪剪断。同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。 剪去其它不用的组织，操作应从脊柱向小腿方向进行。(a) 剪去多余的脊柱和肌肉 将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同23节脊椎用粗剪刀从

6、脊柱上剪下来。再将标本背面向上，用镊子轻轻提起脊椎，自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支，直至腘窝(图3-1-5A)，并搭放在腓肠肌上。沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，并将股骨刮净，用粗剪刀剪去股骨上端的1/3(保留2/3)，制成坐骨神经-小腿的标本。(b) 完成坐骨神经腓肠肌标本 将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎线剪断跟腱。用粗剪剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本(图3-1-5B)。 检验标本 用镊子夹持坐骨神经中枢端，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。图2-1-5 分离坐骨神经(A)和坐骨神经腓肠标本(B)7 注

7、意事项在操作过程中，应给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟，使标本兴奋性稳定，再开始实验效果会较好。8 实验图像10结果及分析 捣毁脑脊髓后的蛙应有何表现？ 制备好的神经肌肉标本为何要放在任氏液中？ 如何判断制备的神经肌肉标本的兴奋性？11 思考题 用各种刺激检验标本兴奋性时，为什么要从中枢端开始？ 刺激有几种形式? 实验二 心脏灌流1实验目的 1.学习蛙离体心脏灌流方法。 2.观察Na+、K+、Ca2+、H+、肾上腺素、乙酰胆碱等因素对心脏活动的影响。 2实验原理 心脏的正常节律性活动需要一个适宜的内环境(如Na+、K+、Ca2+等的

8、浓度及比例、pH值和温度)，而内环境的变化则直接影响到心脏的正常节律性活动。在体心脏还受交感神经和迷走神经的双重支配，交感神经末梢释放去甲肾上腺素，使心肌收缩力加强，传导速度加快，心率加快；迷走神经末梢释放乙酰胆碱，使心肌收缩力减弱，心肌传导速度减慢，心率减慢。将失去神经支配的离体心脏保持于适宜的理化环境中(如任氏液)，在一定时间内仍能产生自动节律性兴奋和收缩。而改变任氏液的组成成分，离体心脏的活动就会受到影响。 3实验对象 蛙4实验药品 任氏液、0.65NaCl、2CaCl2、1KCl、1：10000肾上腺素、1：10000乙酰胆碱5仪器与器械 计算机生物信号采集与处理系统(或二道生理记录仪

9、)、张力换能器、蛙类常用手术器械一套、玻璃分针、蛙板、蛙钉、蛙心插管、蛙心夹、试管夹、滴管(7支)、试剂瓶(7个)、烧杯、双凹夹、万能支架、细线。 6实验方法与步骤 1.标本的制备 (1)离体蛙心标本制备(斯氏蛙心插管法)取蟾蜍一只，打开胸腔，暴露心脏。在主动脉干下方穿双线，一条在左主动脉上端结扎作插管时牵引用；另一根在动脉球上方打一活结备用(用以结扎和固定插管)。 玻璃分针将心脏向前翻转,在心脏背侧找到静脉窦,在静脉窦以外的地方做一结扎(切忽扎住静脉窦),以阻止血液继续回流心脏(也可不进行此操作)。 图3-4-1 插管进入心室示意图左手提起左主动脉上方的结扎线，右手持眼科剪在左主动脉根部(动

10、脉球前端)沿向心方向剪一斜口，将盛有少许任氏液、大小适宜的蛙心插管由此开口处轻轻插入动脉球。当插管尖端到达动脉球基部时，应将插管稍向后退(因主动脉内有螺旋瓣会阻碍插管前进)，并将插管尾端稍向右主动脉方向及腹侧面倾斜，使插管尖端向动脉球的背部后方及心尖方向推进，在心室收缩时经主动脉瓣进入心室(见图3-4-1)。注意插管不可插得过深，插管的斜面应朝向心室腔，以免插管下口被心室壁堵住。 若插管中任氏液面随心室的收缩而上下波动，则表明插管进入心室，可将动脉球上已准备好的松结扎紧，并固定于插管侧面的钩上，以免蛙心插管滑出心室。剪断结扎线上方的血管，轻轻提起插管和心脏，在左右肺静脉和前后腔静脉下引一细线并

11、结扎(参考图3-4-1)，于结扎线外侧剪去所有相连的组织则得到离体蛙心。此步操作中应注意静脉窦不受损伤并与心脏连结良好。最后，用任氏液反复换洗插管内的任氏液，直到插管中无残留血液为止。此时，离体蛙心标本制备成功，可供实验。左手拉住腹主动脉上结扎线头，于动脉球上剪一小口，将装有鱼用生理盐水的的蛙心套管插入动脉球，并顺势推入心室，此时可以看到套管内的液面随心脏搏动而上下移动。用滴管不断更换套管中的灌流液，冲洗心室直至没有血液为止，束紧备用线连同套管尖端一起结扎，并将线头系在套管壁上的小突起上，达到固定作用。最后剪断腹主动脉，提起心脏用线尽量远离静脉窦将其他血管结扎。在结扎外方剪断各组织。此时心脏完

12、全离体，借灌流液而正常搏动。 2.实验装置连接 按图3-4-2将蛙心插管固定于支架上，在心室舒张时将连有一细线的蛙心夹在心脏舒张时夹住心尖，并将细线以适宜的紧张度与张力换能器相连。张力传感器的输出线与计算机生物信号采集处理系统或二道生理记录仪的输入通道相连。图3-4-2 蛙心灌流的记录仪描记装置3.实验项目 (1)记录心脏在只有任氏液时的收缩曲线，观察心率及收缩幅度，并将其作为正常对照。(2)Na+的作用：用吸管吸出插管中的任氏液后，换以等量的0.65氯化钠溶液，记录并观察心跳的变化。有变化出现时，应立即将插管内液体吸出，并以等量任氏液换洗23次，至心跳恢复正常。 (3)Ca2+的作用：将12

13、滴2的氯化钙溶液加入灌流液中，记录并观察心跳变化。有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。 (4)K+的作用：将12滴2的氯化钾溶液加入灌流液中，记录并观察心跳变化。有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。 (5)肾上腺素的作用：将12滴1：10000肾上腺素加入灌流液中，记录并观察心跳变化。有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。 (6)乙酰胆碱的作用：将12滴1：10000乙酰胆碱加入灌流液中，记录并观察心跳变化。有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。 7注意事项 1.制备离体心脏标本时，勿伤及静脉窦

14、。 2.蛙心夹应在心室舒张期一次性夹住心尖，避免因夹伤心脏而导致漏液。 3.每一观察项目都应先描记一段正常曲线，然后再加药并记录其效应。加药时应在心跳曲线上予以标记，以便观察分析。 4.各种滴管应分开，不可混用。 5.在实验过程中，插管内灌流液面高度应保持恒定；仪器的各种参数一经调好，应不再变动。6.给药后若效果不明显，可再适量滴加，并密切注意药物剂量添加后的实验结果。给药量必须适度，加药出现变化后，就应立即更换任氏液，否则会造成不可挽回的后果，尤其是K+，H+稍有过量，即可导致难以恢复的心脏停跳。 7.标本制备好后，若心脏功能状态不好(不搏动)，可向插管内滴加12滴2%CaCl2或1：100

15、00肾上腺素，以促进(起动)心脏搏动。在实验程序安排上也可考虑促进和抑制心脏搏动的药物交换使用。 8.谨防灌流液沿丝线流入张力传感器内而损坏其电子元件。 8 问题与解释 1.插管插入后,管中的液面不能随心脏搏动而波动,或波动幅度不大，影响结果的观察。 (1)插管插到了主动脉的螺旋瓣中，未进入心室。 (2)插管插到了主动脉壁肌肉和结缔组织的夹层中。 (3)插管尖端抵触到心室壁。 (4)插管尖端被血凝块堵塞。 2.插管后，心脏不跳动。 (1)心室或静脉窦受损。 (2)插管尖端深入心室太多；或尖端太粗，心脏太小(鱼类容易出现)影响到心室脏的收缩。 (3)心脏机能状态不好。 9 实验图像氯化钠氯化钙氯

16、化钾肾上腺素乙酰胆碱10 实验结果 剪贴记录曲线，并对实验结果进行分析讨论。 实验三 影响尿液生成的因素1 实验目的 学习用膀胱套管或输尿管套管引流的方法，观察不同生理因素对动物尿量的影响。加深对尿生成调节的理解。2 实验原理 尿是血液流过肾单位时经过肾小球滤过，肾小管重吸收和分泌而形成的，凡对这些过程有影响的因素都可影响尿的生成。肾小球的滤过作用取决于肾小球的有效滤过压，其大小取决于肾小球毛细血管血压，血浆的胶体渗透压和肾小囊内压。影响肾小管重吸收作用主要是管内渗透压和肾小管上皮细胞的重吸收能力，后者又为多种激素所调节。3 实验对象 兔4 实验药品医用酒精、生理盐水、温热的生理盐水，利尿激素

17、。5 仪器与设备 计算机生物信号采集处理系统(或二道生理记录仪、电子刺激器)、压力换能器、保护电极、记滴器、恒温浴槽、哺乳动物手术器械一套、兔手术台、气管插管、膀胱导管(或输尿管导管)、动脉插管、注射器(1 ml、20 ml)及针头、烧杯、试管架及试管、酒精灯等。6 方法与步骤 1.标本的制备 (1)实验兔在实验前应给予足够的菜和饮水。 (2)称重动物，耳缘静脉注射20%的氨基甲酸乙酯溶液(5 mlkg-1体重)进行麻醉，待动物麻醉后仰卧固定于手术台上。 (3)在颈部手术 暴露气管，施气管插管；分离左侧颈总动脉，按常规将充满肝素生理盐水的动脉插管插入其内，通过血压换能器连至记录装置，描记血压。

18、分离右侧的迷走神经，穿线备用，用温生理盐水纱布覆盖创面。 (4)尿液的收集可选用膀胱导管法或输尿管插管法。 .膀胱导尿法 自耻骨联合上缘向上沿正中线作4 cm长皮肤切口，再沿腹白线剪开腹壁及腹膜(勿伤腹腔脏器)，找到膀胱，将膀胱向尾侧翻至体外(勿使肠管外露，以免血压下降)。再于膀胱底部找出两侧输尿管，认清两侧输尿管在膀胱开口的部位。小心地从两侧输尿管下方穿一丝线，将膀胱上翻，结扎膀胱颈部。然后，在膀胱顶部血管较少处作一荷包缝合，再在其中央剪一小口，插入膀胱导管，收紧缝线、结扎固定。膀胱导管的喇叭口应对着输尿管开口处并紧贴膀胱壁。膀胱导管的另一端通过橡皮导管和直管连接至记滴器，并在它们中间充满生

19、理盐水。 输尿管插管法 沿膀胱找到并分离两侧输尿管，在靠近膀胱处穿线将它结扎；再在此结扎前约2厘米的近肾端穿一根线，在管壁剪一斜向肾侧的小切口，插入充满生理盐水的细塑料导尿管并用线扎住固定，此时可看到有尿滴滴出。再插入另一侧输尿导管。将两插管并在一起连至记滴器。手术完毕后，用温生理盐水纱布覆盖腹部切口。图3-7-1 兔输尿管及膀胱导尿法1、输尿管 2、插膀胱导管部位 3、膀胱导管2.实验项目(1)记录正常情况下每分钟尿分泌的滴数。(2)耳缘静脉注射38的0.9%NaCl溶液20ml，观察尿量的变化。(3)耳缘静脉注射去利尿激素1ml，观察尿量的变化。(4)上腹部手术：上腹部剪毛,切开胸骨剑突部

20、位的皮肤，沿腹白线切开长约2 cm的切口，小心分离、暴露剑突软骨及骨柄，用金冠剪剪断剑骨柄,将缚有长线的金属钩钩于剑突中间部位，线的另一端连张力换能器, 记录呼吸。(5)迷走神经的作用：切断一侧迷走神经，呼吸运动有何变化? 7 注意事项 1.选择家兔体重在2.5-3.0kg左右，实验前给兔多喂菜叶，或用橡皮导尿管向兔胃内灌入4050 ml清水，以增加基础尿量。 2.手术动作要轻揉，腹部切口不宜过大，以免造成损伤性闭尿。剪开腹壁避免伤及内脏。 3.因实验中要多次进行耳缘静脉注射，因此要注意保护好兔的耳缘静脉。应从耳缘静脉的远端开始注射，逐渐向耳根部推进。 4.输尿管插管时，注意避免插入管壁和周围

21、的结缔组织中；插管要妥善固定，不能扭曲，否则会阻碍尿的排出。 5.实验顺序的安排是：在尿量增加的基础上进行减少尿生成的实验项目，在尿量少的基础上进行促进尿生成的实验项目。一项实验需在上一项实验作用消失，血压、尿量基本恢复正常水平时再开始。 6.刺激迷走神经强度不宜过强，时间不宜过长，以免血压过低，心跳停止。8 问题分析 1.开始实验尚未给药时，尿量就很少或无尿 (1)兔体缺水 (2)兔本身机能状况低下， (3)输尿管插管未插入输尿管内，或输尿管堵塞，或输尿管扭曲。 (4)腹部切口过大，引起抗利尿激素分泌，血压下降，尿量减少。 (5)气温太低，动物未保温，血管收缩，尿量减少。9 实验图像正常一侧

22、神经被剪两侧神经被剪增大无效腔10 实验结果 剪贴实验结果，记录各项实验所见的血压(包括收缩压、舒张压、平均压)和尿量变化。分析这些变化产生的原因。11 思考题 1.静脉快速注射生理盐水对尿量有何影响，为什么？ 2.静脉注射利尿激素对尿量有何影响，为什么？3.迷走神经在节律性呼吸运动中起何作用？实验四 心血管活动的神经体液调节1 实验目的 学习记录哺乳动物动脉血压的直接测定方法，并观察神经-体液因素对心血管活动的调节。 2 实验原理在正常生理情况下，心血管活动受神经、体液和自身机制的调节。 心脏受交感神经和副交感神经的支配。心交感神经兴奋时，使心率加快、心肌收缩力加强，心内兴奋传导加快，心输出

23、量增加、动脉血压升高。心迷走神经兴奋时，使心率减慢、心房肌收缩力减弱、房室传导减慢，从而使心输出量减少、动脉血压下降。在神经调节中以颈动脉窦-主动脉弓的减压反射尤为重要，当动脉血压升高时，压力感受器发放冲动增加，通过中枢反射性引起心率减慢、心肌收缩力减弱、心输出量下降、血管舒张和外周阻力降低，使血压降低。反之，当动脉压下降时，压力感受器发放冲动减少，神经调节过程又使血压回升。支配血管的交感缩血管神经兴奋时，使血管收缩、外周阻力增加、动脉血压升高。 家兔的压力感受器的传入神经在颈部从迷走神经分出，自成一支，称为减压神经，其传入冲动随血压变化而变化。 心血管活动还受肾上腺素和去甲肾上腺素等体液因素

24、的调节。它们对心血管的作用既有共性，又有特殊性。关键取决于心、血管壁上哪一种受体占优势。肾上腺素对与受体均有激活作用，去甲肾上腺素主要激活受体而对受体作用很小，因而使外周阻力增加，动脉血压升高，但对心脏的作用要比肾上腺素弱。 3 实验对象 家兔。 4 实验药品 生理盐水，20%氨基甲酸乙脂（或3%戊巴比妥钠），肝素（500Uml-1），1:10000肾上腺素，1:10000去甲肾上腺素，1:10000乙酰胆碱。 5 仪器与器械 计算机生物信号采集处理系统（或二道生理记录仪、刺激器），兔手术台，手术器械一套，气管插管，动脉夹，动脉套管、血压换能器，保护电极，棉线，纱布，棉球、注射器（50、10、

25、2ml），支架，双凹夹。 6 实验方法与步骤1.实验准备： （1）麻醉和固定：家兔称重后，耳缘静脉缓慢注射20氨基甲酸乙酯（5mlkg-1）或3%戊巴比妥钠（1mlkg-1）进行麻醉。当动物四肢松软，呼吸变深变慢，角膜反射迟钝时，表明动物已被麻醉，即可停止注射。将麻醉的家兔仰卧位固定于兔手术台上。 （2）分离颈部神经、血管和插气管插管：颈部剪毛，沿颈部正中线切开皮肤57cm，用止血钳钝性分离皮下组织及浅层肌肉，暴露和分离气管；分离左、右两侧颈总动脉（左颈总动脉尽量分离长些，以做动脉插管用。当向头端追索到甲状软骨上缘，可见到左颈动脉分支为颈外和颈内动脉，在颈内动脉基部有一膨大处，为颈动脉窦。分离

26、右侧的迷走神经、交感神经和减压神经。在分离的气管、颈总动脉及神经下方各穿一不同颜色的线备用(见5-1)。 图3-5-1 颈部分离(3) 进行气管插管（图3-5-2） 图3-5-2 气管插管示意图(4) 进行动脉插管 做插管手术前经耳缘静脉注射肝素（500Ukg-1），在左侧颈总动脉插入动脉插管（图3-5-3）。 图3-5-3 颈动脉插管示意图2连接实验装置： 计算机生物信号采集处理系统将动脉插管通过三通与血压换能器连接，血压换能器与计算机生物信号采集处理系统的压力通道连接；刺激电极与系统的刺激输出连接；减压神经的记录电极导线与系统的一个通道连结。启动计算机生物信号采集处理分析系统，按系统程序提

27、示进行血压信号定标，调整放大增益。 3.实验项目 （1）记录正常情况下减压神经放电波形和动脉血压波形，观察二者变化关系，注意观察减压神经的群集性放电与血压的波动是否同步?每一群集性放电持续时间?血压正常值是多少?同时辨认血压波的一级波和二级波，三级波(图7.10-2)： 图3-5-4 兔颈总动脉的血压曲线（示波器记录）一级波（心搏波）：由心室舒缩活动所引起的血压波动，心缩时上升，心舒时下降，其频率与心率一致。二级波（呼吸波）：由呼吸运动所引起的血压波动，吸气时血压先下降，继而上升，呼气时血压先上升，继而下降，其频率与呼吸频率一致。三级波：不常出现，可能由心血管中枢的紧张性活动的周期变化所致。（

28、2）夹闭颈总动脉用动脉夹夹闭右侧颈总动脉1015s，观察血压与减压神经放电的变化。在出现一段明显变化后，突然放开动脉夹，血压又有何变化。 （3）牵拉颈总动脉手持左侧颈总动脉上的远心端结扎线，向心脏方快速牵拉3s。观察血压与减压神经放电的变化。若持续牵拉，血压与减压神经放电会有何变化？ （4）静脉注射乙酰胆碱待血压基本稳定后,由耳缘静脉注入1:10000乙酰胆碱0.20.3ml，观测血压与减压神经放电的变化。注意动脉血压降低到何种程度时，群集型放电才减少?或完全停止及其恢复过程。 （5）静脉注射去甲肾上腺素待血压基本稳定后，由耳缘静脉注入1:10000去甲肾上腺素0.20.3ml，观测血压与减压

29、神经放电的变化。注意何时冲动发放增多?何时分辨不出群集形式?直到血压继续增加而发放冲动的频率不再增加(图3-5-5)。图3-5-5 家兔减压神经放电与动脉血压的关系（示波器记录）A 注射Ed后（1：10000）1ml 1015s后，血压上升，减压神经放电增加，最后变为持续发放（示波器记录）B 注射Ach（1：10000）0.3ml 1015s后，血压下降，减压神经放电频率逐渐减少最后停止（示波器记录）（6）刺激迷走神经外周端待血压基本稳定后，结扎并剪断右侧迷走神经，电刺激迷走神经外周端，观察血压和心率的变化。待血压变化明显时停止刺激。 （7）刺激减压神经在血压基本恢复正常后，双重结扎减压神经，

30、并在两结扎线中间剪断减压神经，分别用中等强度电流刺激减压神经的中枢端和外周端，并同时作标记。观察心率与血压变化，待血压出现较明显变化后，停止刺激。 7 注意事项（1）本实验麻醉应适量，麻醉药注射速度要慢，同时注意呼吸变化，以免过量引起动物死亡。如果实验时间过长，动物苏醒挣扎，可适量补充麻醉药物。 （2）仪器和动物要接地，并注意适当的屏蔽。 （3）每观察一个项目，必须待血压和心率恢复正常后，才能进行下一个项目。 （4）每次静脉注射完药物后应立即推注0.5ml生理盐水，以防止药液残留在针头内及局部静脉中而影响下一种药物的效应 （5）实验中注射药物较多，要注意保护耳缘静脉。 （6）实验结束后，必须结扎颈总动脉近心端后再拔除动脉插管。 8 实验结果剪贴各