《生物学实验》选修课.docx
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《生物学实验》选修课
彭勇编
内部资料
翻印必究
目录
实验一淀粉酶的激活剂与抑制剂
实验二萌发的种子内含酶及其酶催化的证明
实验三叶绿体的分离提取
实验四显微测微尺使用与细胞大小的测量
实验五人类血型与血型鉴定
实验六细胞骨架观察
实验七植物染色体标本的制备与观察
实验八植物多倍体诱发与鉴定2010.11.17
实验九人类指纹的调查与分析
实验十植物组织内叶绿素的定量测定及吸收光谱
实验十一双缩脲法测定蛋白质含量与标准曲线的绘制
实验十二不同材料中的维生素C测定
实验十三醋酸纤维薄膜电泳技术与分离血清蛋白
实验十四微生物发酵与酸奶制作
附录1.高二生物实验选修测试题
附录2.生物实验选修课学习过程评价卡
实验一淀粉酶的激活剂与抑制剂
班级：
姓名：
一、实验目的
了解激活剂和抑制剂对酶活力的影响。
二、原理
酶的活性受某些物质的影响，能使酶活性增加的称为激活剂，能使酶活性降低的称为抑制剂。
很少量的激活剂和抑制剂就会影响酶的活性，而且常具有特异性，但激活剂和抑制剂不是绝对的，浓度的改变可能使激活剂变成抑制剂。
唾液淀粉酶可催化淀粉逐步水解，生成分子大小不同的糊精及麦芽糖和葡萄糖。
淀粉、糊精、麦芽糖和葡萄糖遇碘呈现不同的颜色反应，即：
激活剂能提高酶的活性，抑制剂能降低酶的活性。
唾液淀粉酶活性不同，所催化淀粉水解程度不一样，根据实验结果不同的颜色反应，判断淀粉被水解的程度，从而了解激活剂和抑制剂对酶促作用的影响。
三、试剂和器材
1％淀粉溶液、新鲜唾液稀释液、1％氯化钠溶液、0.1％硫酸铜溶液、KI-I2溶液、试管和试管架、恒温水浴锅
四、操作方法
1.制备唾液稀释液：
先将痰咳尽，用自来水漱口，以清除口腔内食物残渣，再在口腔内含酸梅一枚，3-5分钟后，用小烧杯收集，最后将收集的唾液稀释10倍。
2.取3只试管，如下表操作：
试管编号
试剂处理
1
2
3
1％NaCl溶液/mL
1
——
——
0.1%CuSO4溶液/mL
——
1
——
蒸馏水/mL
——
——
1
1%淀粉溶液/mL
3
3
3
稀释的唾液/mL
1
1
1
摇匀，置37℃恒温水浴中保温10～15min，取出，冷却
KI-I2溶液/mL
1
1
1
记录观察结果
五、思考题
1.通过观察到的实验结果你可以得出什么结论？
2.设置试管3的作用是什么？
实验为什么需要在37℃恒温水浴中进行？
3.实验中试剂按“1%淀粉溶液—稀释的唾液—1％NaCl溶液（0.1%CuSO4、蒸馏水）”顺序加入可以吗，为什么？
实验二萌发的种子内含酶及其酶催化的证明
班级:
姓名:
一、实验目的
证明萌发的种子内含有淀粉酶以及淀粉被分解为简单糖类。
二、实验原理
1.生物体的一切生理活动，几乎都有酶的参加。
种子萌发时有机物的转化也有赖于酶的活动。
2.小麦种子里贮藏的淀粉，是结构复杂的不能溶解于水的有机物，当种子萌发时，淀粉开始转化为结构比较简单的可溶性糖类，这样才能被胚利用。
三、材料器具
萌发的小麦粒、石英砂、淀粉溶液、碘液、班氏试剂、研钵、玻璃棒、小烧杯、试管、试管架、滴管、水浴锅等。
四、实验步骤
1．麦芽制备：
把小麦粒播种在铺有湿布的培养皿里，保持潮湿，使其萌发。
2．酶提取液制备：
取15g左右萌发的小麦粒，置于研钵中加少量石英砂、水研磨成泥，然后加25ml水充分搅拌后沉淀2分钟；取上清液，2500r/min离心2min，取上清液备用。
（一）含酶的验证：
编号
淀粉溶液（mL）
酶提取液（mL）
热处理酶提液（mL）
水（mL）
处理方法
检测
结果
1
5
5
—
—
25℃、10min
碘液1—2滴
2
5
—
5
—
3
5
—
—
5
（二）种子淀粉降解证明：
取1支试管，加“2”中的提取液5mL，再滴加班氏试剂3滴，80℃水浴加热5分钟，观察颜色变化。
五、分析与讨论
1．为什么试验中需要将种子萌发?
2．实验
（一）结果可以用班氏试剂进行检测吗，为什么？
3．实验
（二）设计有什么缺陷，如可改正？
实验三叶绿体的分离提取
班级：
姓名：
一、试验目的
1.学习使用差速离心方法分离获取叶绿体。
2.理解叶绿体的保存环境。
3.使用高倍显微镜观察叶绿体的形态。
二．实验原理
1.叶绿体是植物叶肉细胞内重要的细胞器，是植物光合作用的场所。
分离提取得到的活体叶绿体，既能进行光合作用速率测定，也能进行叶绿体色素的分离提取。
2.差速离心法常用于获取细胞中的某一物质，其原理是在一定转速条件下，不同密度大小的物质沉降速度不一样，最终使有密度差异的物质得以分离。
三、实验用具
1．材料与试剂：
菠菜叶、0.35mol/LNaCL、0.05mol/LTris-HCL（pH7.8）、石英砂。
2．器具：
离心机、天平、量筒、研钵、玻棒、纱布等
四、实验步骤
1.选取新鲜、健康菠菜叶，洗净、擦干，剪去叶柄和主脉，称取5g，放在冰浴的研钵中。
2.将叶片煎碎后加入10mL预先冷冻的0.35mol/LNaCL、0.05mol/LTris-HCL缓冲液以及少量石英砂，迅速研磨破碎细胞。
在研钵中捣碎30s后，继续加入10mL0.35mol/LNaCL、0.05mol/LTris-HCL缓冲液，研磨均匀。
3.研磨成匀浆后，用2层纱布（预冷冻）过滤匀浆于烧杯中。
4.取滤液与1200r/min离心2min，收集上清液，弃去沉淀。
5.上清液于3000r/min离心5min，弃去上清液，沉淀即是叶绿体。
6.取少许沉淀置于显微镜下观察其形态，与叶肉细胞内叶绿体做比较。
7.用带有棉球的玻璃棒将沉淀悬浮与10mL0.35mol/LNaCL溶液中，即制成叶绿体悬浮液，可进行光合作用。
五、实验结论与思考
1.两次离心的沉淀物颜色有什么不同？
过滤的滤渣和第一次离心弃去的沉淀有那些主要成分？
2.0.35mol/LNaCL溶液的作用是什么？
能否将其用蒸馏水代替？
3.实验用品冷冻以及实验操作在冰浴中进行的目的是什么？
附：
（一）离心机使用注意事项
1．离心管必须等量、对称放入套管中，防止机身振动，若只有一支样品管另外一支要用等质量的水代替。
2．启动离心机时，应盖上离心机顶盖后，方可慢慢启动。
3．电动离心机如有噪音或机身振动时，应立即切断电源，即时排除故障。
4．分离结束后，先关闭离心机，在离心机停止转动后，方可打开离心机盖，取出样品，不可用外力强制其停止运动。
（二）背景知识
组织细胞的破碎方法很多，有破碎技术中细胞破碎法包括 机械法（研磨法、匀浆法、胶体磨法）和非机械法（超声波法、有机溶法、溶胀法、酶解法）。
除了某些细胞外的多肽激素和某些蛋白质与酶以外，对于细胞内或多细胞生物组织中的各种生物大分子的分离纯化，都需要事先将细胞和组织破碎，使生物大分子充分释放到溶液中，并不丢失生物活性。
不同的生物体或同一生物体的不同部位的组织，其细胞破碎的难易不一，使用的方法也不相同。
有些分离方法使用了剧烈的匀浆技术，例如通过研磨破坏细胞壁让叶绿体释放到溶液中，然后通过差速离心分离叶绿体。
也可用纤维素酶或果胶酶水解细胞壁获得原生质体，再用温和的方法破坏细胞质膜，然后通过离心分离叶绿体。
用剧烈方法分离的叶绿体能够在光诱导下产生氧、ATP、NADPH、但是不能固定CO2。
在电子显微镜下观察这种有缺陷的叶绿体，发现它含有很少或者根本没有叶绿体基质，并且叶绿体外被是破损的或者没有外被,将这种叶绿体称为Ⅱ型叶绿体。
相比之下，用温和方法分离的叶绿体具有完整的被膜，将它称为Ⅰ型叶绿体，它能够完成整个光合作用，包括CO2的固定。
可以用Ⅰ型或Ⅱ型叶绿体作为分离叶绿体各组分的出发材料，常用Ⅰ型叶绿体分离叶绿体的亚组分。
将叶绿体悬浮在低渗溶液中，破裂外被，接着用等密度离心分离叶绿体基质、外被、类囊体。
如果用Ⅱ型叶绿体作为分离叶绿体亚组分的出发材料，需要弗氏细胞压碎器（Frenchpressurecell）,分离到组成叶绿体的亚组分之后，便可对这些组分化学组成和功能进行分析。
实验流程见图8E-1。
图8E-1叶绿体各组分的分离
用温和匀浆技术分离Ⅰ型叶绿体,这种类型的叶绿体保留完整的被膜。
然后在低渗条件下破坏叶绿体,使叶绿体的膜、叶绿体基质、类囊体相互分开。
实验四显微测微尺使用与细胞大小的测量
班级：
姓名：
一、实验目的
学习使用目镜测微尺和镜台测微尺在显微镜下测定细胞大小的方法。
二、实验原理
通常的目镜测微尺是一块圆形玻片，在玻片中央把5mm长度刻成50等分、把10mm长度刻成100等分或将1mm长度刻成100等分。
测量时，将其放在接目镜中的隔板上（此处正好与物镜放大的中间像重叠）来测量经显微镜放大后的细胞物象。
由于不同目镜、物镜组合的放大倍数不相同，目镜测微尺每格实际表示的长度也不一样，因此目镜测微尺测量微生物大小时须先用置于镜台上的镜台测微尺校正，以求出在一定放大倍数下，目镜测微尺每小格所代表的相对长度。
通常的镜台测微尺是中央部分刻有精确等分线的载玻片，一般将lmm等分为100格，每格长l0μm（即0.0lmm），是专门用来校正目镜测微尺的。
校正时，将镜台测微尺放在载物台上，由于镜台测微尺与细胞标本是处于同一位置，都要经过物镜和目镜的两次放大成象进入视野，即镜台测微尺随着显微镜总放大倍数的放大而放大，因此从镜台测微尺上得到的读数就是细胞的真实大小，所以用镜台测微尺的已知长度在一定放大倍数下校正目镜测微尺，即可求出目镜测微尺每格所代表的长度，然后移去镜台测微尺，换上待测标本片，用校正好的目镜测微尺在同样放大倍数下测量微生物大小。
三、实验用品
显微镜、目镜测微尺、镜台测微尺、固定装片等。
四、实验步骤
L．目镜测微尺的校正
将目镜测微尺装入目镜的隔板上，使刻度朝下（已安装到位）。
把镜台测微尺置于载物台上，使刻度朝上，并对准光源。
先用低倍镜找到镜台测微尺的刻度，改用高倍镜观察，当看清镜台测微尺的刻度后，转动目镜，使目镜测微尺与镜台测微尺的刻度平行，移动推动器，使目镜测微尺的“0”点与镜台测微尺的某一刻度重合，然后，仔细寻找两尺第2个完全重合的刻度。
计数两重合刻度之间目镜测微尺的格数和镜台测微尺的格数。
因为镜台测微尺的刻度每格长10μm，所以由下列公式就可以算出所校正的目镜测微尺每格所代表的长度。
例如目镜测微尺20小格等于镜台测微尺3小格，已知镜台测微尺每格10μm，则3小格的宽度为3×10＝30μm，那么相应地在目镜测微尺上每小格大小为：
由于不同显微镜及附件的放大倍数不同，因此校正目镜测微尺必须针对特定的显微镜和附件（特定的物镜、目镜、镜筒长度）进行，而且只能在特定的情况下重复使用，当更换不同放大倍数的目镜或物镜时，必须重新校正目镜测微尺每一格所代表的长度。
2．细胞大小的测定
取下镜台测微尺，将细胞标本片置于载物台上，先在低倍镜和高倍镜下找到目的物。
然后在高倍镜下用目镜测微尺测量细胞的长和宽。
例如目镜测微尺在显微镜下经过校正，当使用高倍镜时，每格相当于1.5μm。
如果测量细胞的长度相当于目镜测微尺的两格，则细胞长度应为1.5μm×2=3.0μm。
一般测定细胞大小时，通常测量10个细胞左右，用最大和最小的数值来表示细胞大小的范围。
例如长为3~5μm，宽为1~2μm，则其大小为l~2×3~5μm。
五、实验结果
1．分别求出使用低倍镜（10X），高倍镜（40X）时目镜测微尺每格代表的长度：
低倍镜：
目镜测微尺每格代表的长度=×lO（μm）=μm
高倍镜：
目镜测微尺每格代表的长度=×lO（μm）=μm
2．测量10个细胞及细胞核的大小并记录：
编号
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
细胞大小
核大小
3．计算细胞的核质比例：
计算细胞、细胞核体积的公式：
圆形V=4/3πr3（r为半径）
椭圆形V=4/3πab2（a、b分别为长、短半径）
核质比N／D=Vn／（Vc—Vn）（Vn为核的体积，Vc是细胞的体积）
实验五人类血型与血型鉴定
班级：
姓名：
一、实验原理
1．血型：
通常所说的血型就是红细胞的血型，是根据红细胞表面的抗原特异性业确定的。
已知人类的红胞有15个主要血型系统，其中敢主要的是ABO血型系统（1901年 Landsteiner发现的第一个血型系统），其次Rh血型系统。
2．ABO血型系统：
人类ABO血型抗原是根据红细胞膜上有无特异性抗原（凝集原）A或B来划分的血液类型系统，将血型分为A型、B型、AB型、O型四种。
Ａ、Ｂ抗原的特异性决定于糖蛋白上所含的糖链。
在人类的血液里含有凝集原（又称抗原）A、B和凝集素（又称抗体）A、B。
凝集原附着在红细胞表面，凝集素存在于血浆（或血清）中。
同名的凝集原和凝集素相遇（如凝集原A和凝集素B）会发生红细胞凝集现象（凝血反应）。
所以在人体的血液中，所含的凝集原和凝集素的类型不同,可分为A、B、AB、O四种血型。
所谓A型指红细胞膜上只存在A抗原，其血清中存在抗B抗体（凝集素），B型指红细胞膜上只存在B抗原，其血清中存在抗A抗体,AB型指红细胞膜上同时存在A和B抗原，其血清中没有抗A或抗B抗体，O型则红细胞膜上没有A和B抗原，血清中同时存在抗A抗B抗体。
3．ABO血型的鉴定：
血型鉴定可用红细胞凝集试验，通过正、反定型准确确定ABO血型。
所谓正定型：
即血清试验，用已知抗A、抗B分型血清来确定红细胞上有无相应的A抗原和B抗原；所谓反定型：
即细胞试验，是用已知A细胞和B细胞来测定血清中有无相应的抗A或抗B。
ABO血型鉴定
诊断血清＋待测者红细胞（正定型）
受检者血型
待检者血清＋诊断红细胞（反定型）
抗A血清
抗B血清
A红细胞
B红细胞
O红细胞
O
A
B
AB
二、操作步骤
1．待检红细胞的制备：
用75％酒精棉球消毒消毒无名指指端的皮肤或耳垂，待酒精干后，用无菌采血针刺破表皮，用毛细采血管取血一滴，放入盛有1ml生理盐水的小离心管中，混匀，制成待测红细胞悬液（约2％）。
2．取清洁载玻片一张，用蜡笔划为两格，表明A、B。
3．将抗A、抗B血清各一滴分别滴在A、B格内。
4．用吸管取待测红细胞悬液于抗A、抗B格内各加一滴，用牙签分别将之混匀，使血清与细胞充分混合。
在室温下静置数分钟，在白色背景下肉眼观察，也可显微镜观察。
5．结果确定：
阴性，红细胞均匀分散分布；阳性，红细胞呈絮状物凝集。
三、结果讨论与拓展
1．采血时要尽量避免过于用力挤压手指或耳垂，以免发生溶血影响结果。
2．你还了解那些血型系统？
自己查阅资料、互联网。
实验六细胞骨架标本的制备与观察
班级：
姓名：
一、实验目的
了解用光学显微镜观察植物细胞骨架的原理及方法，观察光学显微镜下细胞骨架的网状结构。
二、实验原理
细胞骨架（cytoskeleton）是指细胞质中纵横交错的纤维网络结构，按组成成分和形态结构的不同可分为微管（MT，20－25nm）、微丝（MF，5－7nm）和中间纤维（IF，8－11nm）。
它们对细胞形态的维持、细胞的生长、运动、分裂、分化和物质运输等起重要作用。
光学显微镜下细胞骨架的观察多用1%TritonX－100（聚乙二醇辛基苯基醚，是一种非离子型表面活性剂或称去污剂）处理细胞，可使细胞膜和细胞质中的蛋白质和全部脂质被溶解抽提掉，而细胞骨架系统的蛋白质不受破坏被保存，经戊二醛固定，考马斯亮兰R250（CoomassiebrilliantblueR250是一种蛋白质染料）染色后，用光学显微镜观察，可以见到一种网状结构，即是细胞骨架结构。
微管不够稳定，其他类型纤维太细，无法分辨，只能观察到由微丝组成的微丝束（40nm）为网状结构。
M缓冲液使细胞骨架中的微丝保持稳定，在M缓冲液中，其中咪唑是缓冲剂EGTA和EDTA螯合Ca离子，溶液并提供Mg离子，在低钙条件下，骨架纤维保持聚合状态并且较为舒张，便于观察。
三、实验仪器、材料和试剂
（一）仪器、用具：
光学显微镜，镊子，剪刀，试管，载玻片，盖玻片，培养皿，烧杯。
（二）材料：
新鲜洋葱鳞茎。
（三）试剂：
1．2％考马斯亮蓝R250染色液：
0.2g考马斯亮蓝R250粉加入甲醇46.5mL、冰醋酸7mL、蒸馏水46.5mL。
2．磷酸缓冲液（pH6.8）：
0.2149gNa2HPO4·12H2O、0.0816gKH2PO4加入100ml蒸馏水。
3．M缓冲液（pH7.2）50mmol／L咪唑，50mmol/L）氯化钾、0.5mmol／L氯化镁、1mmol/L乙二醇（a-氨基乙基）醚四乙酸、0.1mmol/L乙二胺四乙酸；1mmol／L巯基乙醇，调至pH7.2。
4．1%TrionX-100（聚乙二醇辛基苯基醚）：
0.5ml100％TritonX-100加入M缓冲液49.5ml。
5．3%戊二醛：
6mL25％戊二醛加入磷酸缓冲液44mL。
四、实验方法与步骤
1．用镊子撕取洋葱鳞叶内侧的表皮若干片约1cm2大小若干片），置于50mL烧杯中，加入pH6.8磷酸缓冲液，使其下沉；
2．吸去磷酸缓冲液，用1％TritonX—100处理20min。
3．吸去TritonX—100，用M缓冲液洗3次，每次5min。
4．用3％戊二醛固定30min。
5．磷酸缓冲液（pH6.8）洗3次，每次5min。
6．0.2%考马斯亮蓝R250染色10min。
7．蒸馏水洗2次，然后将样品置于载玻片上,加盖玻片，于普通光学显微镜下观察。
8．如果染色效果好，则可依次用50％乙醇、70%乙醇，95％乙醇、正丁醇、二甲苯处理样品，各5min，然后将样品平展于载玻片上，加一滴中性树胶，盖上盖玻片封片，制成永久切片。
五、结果
光学显微镜下洋葱内表皮细胞的轮廓清晰可见（如图），细胞壁及其分界明显。
10×10倍镜下可粗略观察到细胞内粗细不等的蓝色纤维、团块形成的网状结构。
同一细胞内各处骨架的密集度不均匀，细胞核区域的纤维相对密集，蓝色浓重，甚至分辨不出网络结构，另外可见细胞壁区域有零星蓝色纤维分布；相邻细胞的密集程度基本一致，但有少数细胞有较大不同。
10×40倍镜下可清楚观察到蓝色的网状结构确实由线性纤维交织成，纤维间的结合点稍膨大。
细胞边缘骨架较稀疏，但可见由与胞壁相同走向的纤维形成的细胞质膜的轮廓，与细胞内部的纤维通过纵向的纤维相连。
相邻细胞有纤维穿过胞间的细胞壁。
调节显微镜焦距可观察到细胞不同横切面的网络结构的变化，表明细胞骨架以三维立体结构的形式分布在整个细胞内。
实验七植物染色体标本的制备与观察
班级：
姓名：
一、实验目的
1．掌握常规压片法制备植物染色体标本。
2．了解中期染色体的形态和结构以及染色体的生物学意义。
二、实验原理
染色体是细胞分裂时期遗传物质存在的特定形式，是染色质紧密包装的结果，对染色体的观察在研究生物进化、发育、遗传和异变中有十分重要的作用。
植物染色体标本的制备，常用分生组织如根尖、茎尖和嫩叶做材料。
常规压片法仍是当今观察植物染色体常见的方法，其程序包括取材、预处理、固定、解离、染色和压片等步骤，简单易操作，但是染色体易变形、难分散开。
三、实验仪器、材料和试剂
（一）仪器、用具：
显微镜、剪刀、镊子、刀片、培养皿、滤纸、吸水纸、青霉素瓶、染色缸、载玻片、盖玻片、玻璃板、酒精灯。
（二）材料：
蚕豆（Viciafaba,2n=2x=12）、黑麦（Secalecereale,2n=2x=14）、大麦（Hordeumsativum,2n=2x=14）、普通小麦（Triticumaestivum,2n=2x=42）、玉米（Zeamays,2n=2x=20）、豌豆（Pisumsativum,2n=2x=14）、洋葱（Aillumcepa，2n＝16）等根尖。
（三）试剂
1．Carnoy固定液、1%秋水仙素（或对二氯苯）。
2．苯酚品红染色液。
四、实验方法与步骤
压片法制备染色体标本：
（1）取材：
把蚕豆种子预先浸泡12h，然后转入垫有湿润滤纸的培养皿中上面蒙上湿纱布，置25℃温箱中暗培养发根，经过48h后幼根长至1—2cm左右，于上午9—11时剪下根尖。
（2）预处理：
将剪下的根尖置于对二氯苯饱和水溶液或0.1％秋水仙素溶液中，浸泡处理2-4h。
（3）固定：
用水洗净处理过的根尖，经Carnoy固定液中固定2-4h，转入70％乙醇中，4℃保存备用。
（4）解离：
取出根尖，用蒸馏水洗净，放入lMHCl中60℃解离8－10min，再用蒸馏水洗净。
（5）染色：
改良苯酚品红染色5—10min。
（6）压片：
把根尖放在载玻片上、切取分生区部分、加一滴45%醋酸，盖上盖玻片，用力垂直猛压，盖玻片上放上一滤纸，用铅笔上的橡皮头轻轻敲打盖片，使细胞和染色体分散。
（7）镜检
五、实验结果
实验八植物多倍体的诱导与鉴定
班级：
姓名：
一、实验目的
1．了解人工诱导多倍体的原理，初步掌握用秋水仙素诱发多倍体的方法。
2．了解植物多倍体细胞染色体加倍及多倍体植株的特点
二、实验原理
植物多倍体:
每个细胞中的染色体数具有3整套或更多套数的植物。
随着染色体组倍数的增加，有可能使一些作物的经济性状发生有利的变化。
因此，植物多倍体的研究和利用是育种工作中值得重视的途径之一。
秋水仙素的作用原理：
秋水仙素溶液的主要作用是抑制细胞分裂时纺锤体的形成，使染色体向两极的移动被阻止，而停留在分裂中期，但染色体的复制不受影响，这样细胞不能继续分裂，从而产生染色体数目加倍的核。
若染色体加倍的细胞继续分裂，就形成多倍性的组织．由多倍性组织分化产生的性细胞，可通过有性繁殖方法把多倍体繁殖下去。
如果将种子用秋水仙素浸渍，也可诱导多倍体植株产生。
人工诱导多倍体的方法很多，分为物理的（温度剧变、机械损伤、各种射线处理等）和化学方法的（各种植物碱、麻醉剂、植物生长激素等）诱导方法。
其中，秋水仙素是诱导多倍体的最有效的方法之一。
秋水仙素：
是从百合科秋水仙属的一个种--秋水仙（Colchicumautumnale.L.）的器官和种子内提炼出来的一种植物碱。
它的化学分子式为C22H25O6N。
因有剧毒，故使用时要特别注意，切勿使药液进入眼内或口中。
三、实验材料与用品
蚕豆2n=12、显微镜、载玻片、盖玻片、镊子、刀片、滴管，吸水纸、0.4％秋水仙素溶液，15%HCL溶液、龙胆紫溶液。
四、实验步骤
1．水培蚕豆至萌发，待主根长出侧根，长约1.5－2mm左右时，移到盛有秋水仙素溶液的培养皿中，直到根尖膨大为止。
再恢复生长24小时，诱导后细胞为多倍体细胞。
2．取下已膨大的根尖或幼芽，水洗后进行常规制片（固定，保存，水洗，酸解，水洗，染色，压片等过程），染色时滴上一滴龙胆紫染液，10－15分钟以后压片。
3．观察多倍体细胞染色体的形态并统计其染色体数目。
五、观察与鉴定
直接鉴定是将经过秋水仙素
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