实验动物使用操作规程.docx

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实验动物使用操作规程

四、动物实验及设施设备操作规程

1、屏障设施使用操作规程

（1）人员进出

进入一更前将头发盘起，在更衣室外消毒槽站立片刻换拖鞋进入一更，关闭一更门，将门反锁。

脱下外衣放入更衣柜，更换为灭菌后内衣，将一更门解锁。

打开二更门，更换二更拖鞋，进入二更，以感应式消毒器对手消毒，戴口罩、帽子，头发应全部塞入帽子里，消毒液洗手，戴无菌手套，然后穿隔离衣。

以手套将隔离衣袖口封紧。

在消毒液内擦洗手套，要将手套表面指缝、腕部仔细擦洗。

实验人员进入动物实验室，更换各自实验室的拖鞋。

每天操作完毕，各实验室拖鞋于消毒液中洗净取出于本室晾干。

摘去手套，将手套整体泡入另一消毒盒内，关闭二更内侧门，换拖鞋。

将二更外侧门边放置的拖鞋拿到内侧门边摆放整齐，人员即可离开，离开前将拖鞋在消毒液中浸泡5分钟。

进入一更，脱去无菌内、外衣，更换自己衣服，出一更，将无菌衣拿出。

开一更、二更紫外灯消毒。

每次进出动物实验室须填写记录表。

（2）物品进出

外购的饲料经紫外灯照射20—30分钟后传入内储存室。

饲料在实验区内存放，不能超过两周。

夏季注意防霉防潮。

垫料经双扉高压蒸汽灭菌柜灭菌后传入内储存室。

小件笼具等经双扉高压蒸汽灭菌柜灭菌后传入内储存室。

大件笼具经消毒浸泡后，再喷雾消毒三遍方可进入。

不能耐高温物品如消毒液瓶等，将外表擦拭干净后，用消毒液浸泡消毒，由传递窗进入饲养室准备间。

所有实验用品先用消毒剂进行表面灭菌或喷雾灭菌后再放入传递窗中经紫外灯照射20—30分钟后从内储存室侧取出。

待洗刷物品经内储存室传入消毒室。

废弃物、动物排泄物装入塑料袋，密封后经污物传递窗传出。

实验结束后，实验用品通过内储存室传递窗传出。

（3）动物管理

动物进入：

动物引进应先放入隔离检疫室，待隔离检疫合格后移入饲养室。

动物进入洁净区前，首先按照动物运输箱上的标签，核对动物的出生日期、品系名称、性别、数量、供应单位名称、动物的微生物控制等级等是否与计划相符。

用消毒液如5％百毒杀、％～1％过氧乙酸等喷雾消毒运输箱的表面。

将运输箱置于检疫室的传递窗内，再用消毒液喷雾，关上传递窗外门后，打开紫外灯照射10min。

打开运输箱，取出动物置于隔离检疫室饲养盒内。

检疫合格后进入实验区。

饮水：

每天供给灭菌水。

注意检查瓶塞是否漏水或堵塞。

饲喂：

饲料自由采食，充足供给，及时添加。

掉到地上的料块、发霉的及高压过度的饲料，及时移出，不再用于饲喂。

更换垫料：

每周一、四，更换垫料。

周一用消毒液清洗饲养盒、盖。

将饲养盒内的垫料清扫干净，消毒夜清洗后，放入新垫料，把动物轻轻移回。

换下的垫料装袋及时移出。

操作时随车设一消毒盒，每隔10分钟洗手消毒一次。

淘汰处理：

死亡动物装入塑料袋，密封后经污物走廊传出，放冷冻箱内暂存，集中送相关单位做无害化处理。

每次实验完毕后，动物尸体及实验废弃物处理时须填写记录。

（4）物品消毒

原则：

凡耐高压物品，均采用高压消毒的方法。

包括饲料、垫料、笼具、水、水瓶、隔离衣等。

不能高压物品，擦拭干净，用消毒夜浸泡后，再由传递窗进入饲养室准备间。

方法：

将分装好的饲料、垫料、水等物品，由外门放入真空灭菌器内，关好门，设定好程序，检查无误后，启动灭菌器，待程序结束后，由内门将消毒物品直接移入饲养室，关好内门。

①笼具架

a.先将笼具架用中性洗洁液擦拭，擦净污渍，再用清水冲净，最后抹布擦干。

可以高压蒸汽灭菌的笼具架用高压蒸汽灭菌。

预真空高压蒸汽灭菌器参数为脉动3次、132℃灭菌4分钟，干燥2分钟。

b.不能高压蒸汽灭菌的笼具架擦拭干净、消毒液表面消毒三遍后进入。

②饲养盒和垫料

a.先清除盒内的污物，用水将盒的内外壁冲洗干净，晾干。

b.在适当位置放指示卡，注意饲养盒之间应留有缝隙，然后进行高压灭菌。

灭菌参数为脉动3次，132℃4min，干燥2min。

c.灭菌完毕后，应确认灭菌效果达到要求，再将饲养盒放到消毒后室，贴上标签，标明消毒日期。

存放时间不超过7d。

③垫料

a.垫料应选择无毒性、无异味、无油脂、吸湿性好、粉尘少的材料。

b.垫料过筛后分装入鼠盒中,每盒2-3cm厚。

6个盒子一摞，每摞最上层盒子不装垫料。

置于高压蒸汽灭菌器灭菌室中。

关闭高压锅门，灭菌参数为脉动3次、132℃灭菌5min、干燥3min。

灭菌后的垫料贴上标签，标明灭菌日期。

存放于消毒后室。

存放时间不超过7d。

④饮水瓶

a.清除饮水瓶里的剩水，清水冲净。

将其置于容器中，放入指示卡。

b.灭菌参数为脉动3次、132℃3min、干燥2min。

c.检查指示卡的颜色，确认灭菌效果达到要求，贴上标签，标明灭菌日期，放在消毒后室。

存放时间不超过7d。

⑤饮水

a.将水瓶充分洗净后，摆放入盒，然后瓶中装入无菌水，将瓶塞歪放在瓶口上，不要盖紧。

在水瓶的适当部位贴上指示卡。

然后放入高压蒸汽灭菌器进行灭菌。

灭菌参数为置换20min、125℃30min。

b.灭菌后，查看指示卡的颜色，确认灭菌效果达到要求，将饮水瓶盖子盖紧，直接放入饲养室。

存放时间不超过7d。

⑥饲料

首先检查饲料是否腐败、变质，确认质量合格后，将饲料分装成小袋，随机在两袋中放置指示卡，扎好袋口，高压蒸汽灭菌器灭菌室内上下层各放置一袋，袋与袋之间要有充分的空隙。

关闭灭菌器门，灭菌参数为脉动3次、132℃灭菌4min、干燥5min。

标明灭菌日期。

存放时间不超过7d。

⑦无菌水的使用

仅限于饲养室的消毒用水。

⑧衣服、毛巾

a.用中性洗涤剂洗净衣服、毛巾，清水冲洗干净，晾干，叠整齐。

b.将指示卡放在衣服、毛巾中间，内衣和猴服分开并标记清楚，然后用双层布袋包裹严密，置于容器中。

灭菌参数为脉动3次，132℃4min，干燥4min。

c.检查指示卡颜色，确认灭菌效果达到要求，置于第二更衣室衣柜中。

⑨新购置的物品

a.IVC、笼具架等大型物品在一楼拆去包装，检查有无昆虫，然后搬至专用区域，进行安装、消毒。

b.消毒时，将笼具架的轱辘泡在消毒液中，笼具架表面用消毒液擦拭。

一般可用季铵盐类消毒液如新洁尔灭，也可以用百毒杀等。

擦拭完毕喷雾消毒。

再次检查其表面是否还有污物、昆虫等，然后进行第二次喷雾消毒。

搬至洁净区入口处进行第三次喷雾消毒。

c.其它物品进入均按相应操作规程。

⑩物品的定期消毒

a.笼具架在每次更换垫料时用2～3％新洁尔灭或%百毒杀消毒液擦拭。

b.手消毒液定期更换。

c.室内排气口的初效过滤器每周清洗一次，然后用上述消毒液浸泡，沥干水分后重新装上。

IVC的初效过滤介质每周清洗消毒一次。

d.传递窗每次使用后用消毒液擦拭，紫外灯照射15min。

e.饮水瓶、饲养盒每周高压灭菌1次，饲养盒盖每月高压灭菌一次。

（5）清洁卫生

①环境清洁消毒

动物实验室台面、地面及走廊每日工作后用抹布和墩布擦拭一次，每周一和周四用1％甲酚皂消毒液或％新洁尔灭溶液擦拭或％过氧乙酸喷雾消毒一次；三种消毒每三周更换一次，交替使用。

周边环境卫生区每天打扫，拖地，每周至少消毒两次。

紫外灯每天早晚开启两次，每次15分，不能与日光灯同时开启。

②实验用仪器设备的清洗消毒

a.实验用的分析仪器和设备使用完毕后，用绸布擦拭后再用棉球蘸取75％酒精擦拭一次。

b.实验中所用的器皿应洁净，其内壁应能被水均匀的润湿而无水的条纹且不挂水珠。

c.实验中的烧杯、锥形瓶、量杯等一般的玻璃器皿在实验完毕后，用2％洗涤灵或1％洗衣粉刷洗，再用水冲洗干净，然后用水洗2～3次。

d.滴定管、吸管、容量瓶等器皿使用后用洗液浸泡4小时，取出后用水冲洗干净，然后用纯化水润洗2～3次备用。

③清洁液的配制

a.（2％）洗涤灵液的配制：

取洗涤灵20ml，加水至1000时，做为清洗用。

b.（1％）洗衣粉的配制：

取洗衣粉30克，加水至3000ml，做为洗涤用。

c.洗液的配制：

称取重铬酸钾80克，加少量蒸馏水加热，使其溶解，待半冷后，缓慢加入浓硫酸液100时，然后加蒸馆水至1000ml即成。

采取此方法制备时一定要注意安全，切不可把重铬酸钾的水溶液加入浓硫酸中，以免引起发热导致爆炸事故。

④消毒液的配制

a.1％甲酚皂溶液：

取50％甲酚皂溶液20ml加水至1000时，即为1％的溶液，作为室内喷雾消毒用。

b.％新沽尔灭溶液的配制：

取5％新洁尔灭40m1加灭菌水至2000m1，使之成为％的溶液，作为器械等浸泡消毒用。

c.％过氧乙酸液的制备：

将过氧乙酸1#和2#按体积1：

1均匀混合，在室温条件下放置24小时，将混合后的过氧乙酸原液一份加入89份无菌水，即配制成%的消毒液。

d.75％酒精的配制：

取95％酒精加灭菌水至100ml备用。

⑤每次洗刷消毒须填写记录表。

⑥环境控制

实验期间每天记录环境温湿度情况。

屏障环境要求：

温度20℃～26℃范围；相对湿度40％～70％。

通风换气：

合理安排笼架位置，保持室内空气新鲜。

氨浓度应小于14ppm，硫化氢含量应低于％。

及时更换过滤介质，初效每周更换二次，中效每月更换一次。

⑦设备管理

空调开启时，每周将空调滤尘网冲洗一次，晾干后再用。

禁止空调超负荷运转。

水管、暖气管道应每周检查一次，发现问题及时解决。

⑧操作失误及补救措施

人员进入时，忘记换拖鞋，把拖鞋重新消毒，受累区域重新消毒。

饲料高压过度，发黑炭化，或有发霉时，应废弃不用。

⑨工作日程安排

时间

上午

下午

周一

消毒笼具、更换垫料

加水加料

周二

更换垫料、消毒

加水加料

周三

高压消毒

加水加料

周四

消毒笼具、更换垫料

加水加料

周五

更换垫料、消毒

加水加料

周六

高压消毒

加水加料

周日

高压消毒

加水加料

2、屏障设施日常维护规程

（1）过滤层清洗要求

①初效箱内初效滤层清洗要求：

必须在系统待机状态时更换初效

无纺布，主要是根据系统使用状况及季节气候变化情况，一般清洗更换期3天一次，同时清理箱内尘土。

②动物实验室内各个回风窗内过滤网清洗要求：

必须在系统待机状态时更换，主要是根据实际情况，见脏时及时取下冲洗干净后即可装上。

（2）中效过滤袋更换要求

必须在系统待机状态时更换中效过滤袋。

主要是根据系统实际使用状况，一般更换期为1个月一次，同时清理箱内尘土。

（3）动物实验室内各高效过滤器更换要求

在初、中效过滤层确保良好的保护状态下，一般使用周期为3年更换一次。

（4）每次更换过滤器须填写记录表。

3、屏障设施开、关操作程序

（1）系统开启操作步骤：

冬天：

依次开启总电源、开水泵、开启风机、开启电加湿。

夏天：

依次开启总电源、开水泵、开启风机、开启风机压缩机、开启制冷压缩机。

（2）系统关闭操作步骤：

依次关闭：

关闭空调机组、关水泵、分离总电源。

4、普通设施日常维护规程

（1）环境指标的控制与监测。

（2）兔饲养室、兔实验室为开放式，定期消毒。

（3）空调系统设有温、湿度自控装置，实验室配有温、湿度表，供随时检测记录。

（4）各房间均安装有紫外灯，用于环境消毒。

（5）动物尸体装袋放专用冰柜，由石家庄市医疗废弃物处置中心负责焚烧。

5、高压蒸汽灭菌器操作规程

操作程序

（1）灭菌前准备：

①先打开总电源开关，然后打开蒸汽锅和灭菌器进水开关，检查水源压力是否达到～MPa规定压力值；

②检查蒸汽锅的水表位，是否在1/3～2/3规定水位处；

③打开蒸汽锅电源进行预热；

④准备整理待消毒的物品，放入灭菌室内，物品之间要有空隙，四周不要贴于器壁和门板，并放入化学指示卡，填写脉动真空灭菌器使用登记表；

⑤检查密封圈、前封板和门板有无杂质和损坏，用干净的棉布进行搽洗；

（2）灭菌操作：

①关闭封闭门，当蒸汽锅炉压力达到规定压力值和灭菌器夹层压力达到规定压力值时，根据被灭菌物品选择灭菌程序，检查灭菌参数是否正确，启动运行程序；

②灭菌过程中，操作人员不得远离设备，应密切观察设备的运行状况，如有异常，及时处理，防止意外事故发生；

③做好灭菌效果的监测，记录存档，便于追踪调查；

④灭菌结束后，关闭蒸汽锅炉电源，待室内压力回零后，方可打开后门取出物品；

⑤灭菌物品从灭菌器中取出后，存放在指定位置，防止二次污染；

（3）灭菌后工作：

①打开前门，关闭总电源，切断设备控制电源和空气压缩机电源；

②关闭供水阀门和冷却水阀门；

③工作结束后对灭菌器进行清理，应保持灭菌器清洁干净，以防杂质堵塞；

（4）维护与管理

①脉动真空灭菌器由动物室专人负责管理；

②蒸汽锅进水压力，水位必须达到规定值时才能打开蒸汽锅炉电源；

③蒸汽锅炉压力必须达到规定值时才能启动灭菌程序，否则影响灭菌效果；

④注意人身安全，在灭菌时远离排汽口，灭菌结束开启后门时要戴好防护用具，以免烫伤；

⑤当化学指示卡指示灭菌不合格时，应从新灭菌处理；

⑥非经培训过的工作人员，其他人不得乱碰和操作灭菌设备；

⑦设备出现故障时，如工作人员不能解决的，及时关闭电源，与厂家维护人员联系进行维修，不得擅自拆卸进行维修，并做好相应记录。

6、热原测温仪操作规程

（1）热原探头标定仪启动热原仪标定程序，进入恒温槽温度读数状态。

①在恒温槽中注入适量的水，推荐注入蒸馏水，中心孔中插入专用温度计，四周插入测温探头。

②开启电源开关，温度预置开关共有五档，从左至右分别是37℃,38℃，39℃，40℃，41℃，开机时可任选一档，列放在37℃档。

恒温槽加热，指示灯呈绿色。

③当恒温槽到达恒温状态，指示灯闪烁，此时温度计读数（假如为℃）即是热原测温仪标定程序的第一个温度读数。

④温度预置开关右旋一档（38℃），恒温槽加热，当指示灯再次闪烁时（假如为℃），温度计读数即是热原测温仪标定程序的第二个温度读数。

⑤重复步骤，接连读取5个温度读数。

读取温度读书时，恒温槽温度预置可由低到高，也可由高到低。

提示：

在标定探头输入温度后，应按回车键确认。

在机箱后面有可调节温度补偿高低的旋钮。

（2）WRY-2010微机热原测温仪操作规程

①在启动计算机后，打开微机热原测温仪电源；

②点击Windows桌面上的pyrogen2010图表或[开始/程序/热原测定程序2010/热原测定程序2010]菜单项，启动热原测定程序；

③程序进入探头检测窗口，如果探头有问题，探头检测完毕后，会列出有问题的探头号，可通过修理、更换（必须对更换探头标定后再测温）或暂时拔掉不用损坏的探头来解决出现的问题，探头检测通过后，程序进入热原测定程序的主窗口；

④点击工作栏上准备工作按钮，打开家兔体重输入窗口，将本次试验中所使用的家兔体重输入表格中，按[返回]按钮回到主窗口。

⑤点击工作栏上准备工作按钮，打开试验样品输入窗口，将本此试验中所做的药品的名称、批号、剂量、规格、初试升温总和（对于初试请输入0，对于复试输入初试时3只家兔升温总和）输入表格中，按[关闭]按钮返回到主窗口。

⑥点击工作栏上温度测定按钮，打开测温窗口，按[预览]后半小时，按[开始]按钮开始计时测温，30分钟后程序自动打开家兔分组窗口，测温过程中随时点击[结束]按钮，将终止测温。

⑦在家兔分组窗口中，可通过按[增加]、[删除]、[修改]按钮对试验样品进行增删修改操作；通过点击选上兔表中某一行，再点击[>>]按钮，可将该只家兔移入落选兔表中；通过点击落选兔表中某一行，再点击[<<]按钮，可将该只家兔移入选上兔表中；通过点击[排序]按钮，客队选上图及落选图表中的家兔排序；通过按[分组]按钮为每批实验药品分配一组家兔，如果选兔数不足，可按[重选]按钮进行15分钟重新选兔，分组后按[打印]按钮将分组情况打印出来，供注射时使用。

注射完毕后输入室温，按[继续]按钮，将打开测温窗口。

⑧按[预览]后半小时，按[开始]按钮开始计时测温，每30分钟记录一次体温，共6次，计时210分钟后，程序自动判断测温结果是否合格，并关闭测温窗口。

⑨点击工具栏上记录按钮，打开查询、追加、打印记录窗口，在窗口中可通过输入查询、打印条件（试验日期、药品名称、批号可选任一项，如果有试验日期、药品名称、批号复选按钮都未选上，按[查询]按钮后将列出全部记录）然后再按[查询]或[打印]按钮就可显示或打印符合条件的记录，按[清空]按钮后记录输入栏被清空，这时可输入试验数据，再按[追加]按钮将输入的试验结果保存，按[关闭]按钮回到主窗口。

7、动物实验前的准备

（1）实验设计

①动物的选择。

在前人所做工作的基础上选择与自己实验相匹配的合格动物。

②造模方法。

选择造模方法制作的模型应与人类疾病具有相似性，并且具有重复性、可靠性、适用性和可控性，另外还要经济、宜行。

（2）动物及环境

①环境的准备。

在引入实验动物之前必须严格控制实验动物饲养室及实验室的环境条件。

按照不同动物或不同等级动物对环境的不同要求调整环境的各项指标。

另外，如果实验动物是由外地购入，应注意运输环境的温度、湿度、饮食及通风，防止途中实验动物被污染或窒息死亡。

②饲料的准备。

直接购入成品饲料或按照有关配比自制饲料，要求所备饲料要满足动物的各个时期或不同微生物等级动物的不同需要。

③动物的准备。

在购入或领取动物时，应注意向供应部门索取以下资料：

a.品种、品系及亚系的确切名称；b.遗传背景及其来源；c.微生物检测状况；d.合格证书；e.饲育单位负责人签名。

8、实验动物的抓取和固定

（1）小鼠：

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮肤及尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定，如尾静脉注射架或粗的玻璃试管等。

如要进行手术或心脏采血，应先行麻醉再操作。

如进行解剖实验则必须无痛处死后，固定于蜡盘再进行。

（2）大鼠：

轻轻抓住大鼠尾巴提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。

如要做腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套（有经验者也可不戴），右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落。

左手拇指和食指握住大鼠颈部，注意用力适度，防止大鼠窒息，将大鼠尾巴夹在左手无名指和小指之间，即可将大鼠固定在左手中，右手进行操作。

（3）豚鼠：

先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。

（4）家兔：

先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。

然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀部，或用一只手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。

9、实验动物的给药、采血和处死操作要求

（1）实验动物给药

①注射给药法

a.皮下注射：

注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。

b.皮内注射：

将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。

注射后因局部皮肤缺血，在注射部位可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘，为防止药液外溢，最好使用棉签轻按片刻。

c.肌肉注射：

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。

d.腹腔注射：

先将动物固定，腹部用酒精棉球擦拭消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约，再使针头与皮肤呈45°角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。

e.静脉注射：

小鼠、大鼠的静脉注射：

常采用尾静脉注射。

操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。

开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。

如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，尽量从尾的末端开始。

一次的注射量为～10g体重。

豚鼠的静脉注射：

一般采用前肢皮下静脉。

豚鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。

兔的静脉注射：

一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。

注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。

②经口给药法

a.口服法：

把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。

b.灌胃法：

灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成或直接采用灌胃管。

鼠类的灌胃法：

用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。

常用灌胃量小鼠为～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。

③其他途径给药方法

a.呼吸道给药：

呈粉尘、气体及蒸汽或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。

b.皮肤给药：

采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

c.脊髓腔内给药：

此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。

d.脑内给药：

此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

e.直肠内给药：

此方法常用于动物麻醉。

f.关节腔内给药：

此法常用于关节炎动物模型的复制。

④实验动物用药量的确定及计算方法

人与动物的用药量换算方法

a.人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。

必须将人的用药量换算成动物的用药量。

一般可按下列比例进行换算：

人用药量1

小鼠、大鼠25～50

豚鼠15～20

b.按动物体表面积计算的方法：

人的体表面积跟体重有关系，动物的体表面积也与体重有关系。

动物的用药量可以通过体表面积进行换算，公式如下：

A＝K×（W2／3／10000）

A＝体表面积，m2

W＝体重，ｇ

K＝常数：

K小鼠、大鼠＝K豚鼠＝K人＝

（2）实验动物采血

①大鼠、小鼠的采血方法

a.剪尾采血。

动物麻醉后，将尾尖剪去约5mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。

也可用刀割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出。

采血结束后，消毒、止血。

用此法每只鼠可采血10余次。

小鼠可每次采血约，大鼠约。

b.眼眶后静脉丛采血。

左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。

右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。

采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。

用本法在短期内可重复采血。

小鼠一次可采血～，大鼠一次可采血～。

c.（股）静脉或颈（股）动脉采血。

将鼠麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，做颈静脉或颈动脉分离手术，用注射器即可抽出所需血量。

大鼠多采用股静脉或股动脉，方法是：

大鼠经麻醉后，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需先剥离，再采血。

d.肝门静脉采血。

将鼠麻醉，无菌打开腹腔，找到肝门静脉后，用带有头皮针的注射器缓缓抽取血液。

一般大鼠可取血10ml左右。

e.摘眼球采血。

此法常用于鼠类大量采血。

采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用