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在施加多个处理因素时采用随机原那么，可保证各组样本的条件根本一致，可减少组间人为的误差。
三．重复原那么：
“重复〞在这里有两方面的含义，一是指实验结果的可再现性，一是指实验结果应该来自足够大的样本。
样本越大，重复的次数越多，实验结果的误差越小，可信度越高。
第三节药理学实验中分组方法
药理学实验一般应当设有正常对照组、模型对照组、阳性药对照组与受试药2个以上剂量组〔新药研发时要求至少设立三个给药剂量组，以考察量效关系〕等，如需手术造成疾病模型，还应设假手术对照组。
而学生药理学实验课时，由于时间等条件的限制，可酌情减少实验分组，只设空白对照组或模型对照组与受试药一个剂量组。
一．动物分组的一般原那么
实验时，要遵循受试药组与对照组一致性原那么，即两组只允许在被实验因素方面有所不同，在其他方面（包括实验对象、实验者、实验条件、环境、时间以与仪器等）应力求一致。
除了被实验因素外，如果两组还有不一致的地方，那么对照组的存在失去其应有意义。
两组之例数应相等或相近似，认为对照组只有少数几例即可，是不正确的。
分组时，为了满足以上要求，防止主观因素需要采取随机抽样的方法。
所谓随机抽样就是指按着机会的安排来抽取样本，换言之，不论任何被实验的对象都有相等的机会被抽出。
随机抽样的方法很多，如应用骰子法、单双号法、卡片法以与随机数表等。
必须指出，随机抽样比拟适宜大样本时的分组，而小样本时随机抽样不能保证各组的一致性，故小样本时必须用人为的方法来保证各组的一致性，其目的是更好地贯彻随机抽样原那么，与主观选择有本质上的区别。
二．小样本的分组法
主要有分群法（Stratify）和配对（群）法。
分群法是按某几个因素将对象先分为数群，而后再按随机抽样法将每群中的对象分到各组中去。
有时先分为几个大群，而后每大群再分为数小群，最后将每小群中的对象再随机抽样地分到各组中去。
分群可按性别、体重或血压等生理或病理因素进展，一般应以观测指标或对观测指标有主要影响的因素为准来分群，如降压实验，应以血压为准来分群；
豚鼠的平喘实验，须对豚鼠进展初筛，分组时，应以哮喘潜伏期来分群；
降血脂实验，应以血脂水平为准来分群。
而多数是按性别、体重分群。
配对（群）法，是把各方面相近似的对象配成多数的对或群（二组那么二个一对，三组那么三个一群），然后每对（群）中的对象按随机抽样原那么分到各组中去。
以最常用的分群法为例，说明如下：
【举例】
由实验动物中心取来同种属并且出生日期相近似的小白鼠36只，欲就性别与体重将其分为实验与对照两组，可进展如下分组：
先就性别将动物分为雌雄两大群，每群再按体重分为数小群（以1g为组距），假定其性别与体重分布情况如表1-1之左侧所表示，那么可按随机抽样原那么将各小群的动物分到两组中去。
如果有的小群动物数是奇数时，那么应尽力照顾到两组的均衡来分配之，最终的分组情况正如表1-1之右侧所表示。
表1-1分组法
分布情况
分组情况
性别体重〔g〕动物数（只）
实验组对照组
雌18-196
19-206
20-213
21-223
33
33
21
12
Σ18
99
雄18-195
19-203
20-216
21-224
32
12
33
22
Σ18
第四节药理学实验数据的分析处理
一、实验结果的记录与表示方法
实验过程中，要对实验数据进展与时、客观的记录。
但凡属于量反响资料〔又称计量资料，即药物作用可以用数值的变化来表示，如血压的上下、时间的长短、心率的快慢、肿瘤轻重、心输出量的多少等〕均应以正确的单位和数值标定。
但凡由曲线记录测量指标的实验，应尽量用曲线记录实验结果，在所记录的曲线中应标注有给药或刺激记号、时间记号等。
为便于对实验结果进展分析、比拟，多以各组数据的均值加减标准差来制表或绘图来表示实验结果，表格要有表题，图要有图题。
制作表格与作图时，应注意以下几点：
1.表格应制三线表，表格中不用纵向线。
一般按照组别、剂量、动物数、观测指标的顺序在表内由左至右填写。
2.作图时，通常是以实验观察指标的变化为纵坐标，以时间或给药剂量为横坐标而作图，例如呼吸曲线、肌肉收缩曲线等；
横、纵坐标轴均应加以标注，如药物剂量、时间单位、测量指标与单位等。
3.实验数据假设呈连续性变化，那么以曲线形式表达实验结果，绘制经过各点的曲线或折线应光滑；
实验数据假设不呈连续性变化，那么不宜用曲线表示，可采用直方图的形式表示。
4．表与图下面应有必要的说明，如统计学显著性的表示等。
二、差值的显著性测验
实验完毕后，实验者必须对所获得的实验结果进展统计学分析处理，才能发现问题，得出结论。
药理学实验往往要在两组或两组以上实验对象上进展，如一组为实验组，一组为对照组，然后就两组所获得的实验数据进展比拟，判断两者有无差异，从而确定被实验因素是否对实验对象确实具有某种影响，例如药物疗效之观察等。
但药理学研究的实验对象大都是各种动物〔临床药理学研究的对象是人〕，所以实验中生物个体差异所造成的误差是不可防止的，此外也还有一些其他性质的误差，可统称之为实验误差。
从而两组实验获得数据的差异就有可能是实验误差所造成，而在被实验对象的数目很少时（小样本），此种可能性更大。
两组数据的差值终究是被实验因素所致，还是实验误差影响所致，这不能主观决定，而一定要通过生物统计学的客观方法来判断，以确定此差值是否有意义。
此种方法就称为差值的显著性测验。
如果测验的结果是两组之间差异“显著〞，那么提示两组之间的差异可能是因处理因素〔如药物〕造成的；
假设“不显著〞，就说明此差值很可能是实验误差所造成的，没有实际意义。
但不应只根据一次的结果而轻率地下结论，在动物数少时尤其如此。
应视具体情况，进展重复实验。
需要指出的是，统计学方法之运用需建立在对实验对象客观的、科学的分组和正确的实验资料的根底之上。
不当的实验设计与错误的实验资料，即使经过统计处理，其结论仍然是不可靠的。
因实验指标有量反响指标和质反响指标的不同，其统计处理方法也不同。
分述如下：
1．量反响指标的差值显著性测验法
差值显著性测验最常应用的方法为“t检验法〞。
t值即差值的绝对值与差值标准误之比。
亦即用误差单位来衡量差值的大小，视其有无意义。
根据实验数据计算出者称实验t值，t0为由t值表查出者，称标准t值。
根本公式：
……（只适用于两组例数相等或近似之情况）
X……被实验个体实验观察指标量的大小。
N……该组被实验的对象数。
……该组X的均值，为测量指标最常应用的综合指标。
S……标准差，是用以估计原始数据（X）的分散程度或原始数据的实验误差程度的人为单位。
……标准误，用以估计均值（X）的可靠程度或均值的实验误差程度的人为单位。
……差值标准误，用以估计差值的可靠程度或差值实验误差程度的人为单位。
……两组均值数据差（差值）的绝对值。
自由度……统计学一专门术语。
只关系到一组时为例数减一（n—1），如关系到两组时那么为总例数减二（n1+n2-2）。
∑……总和。
无效假设与结果判定：
首先假设两组的差异是由实验误差所致，处理因素对实验结果没有影响。
然后将实验数据带入公式计算t值。
将实验t值（ts）与标准t值（t0）相比拟，判定标准如下：
t0（1％）＞ts＞t0（5％），那么0.01＜P值<
O.05，即无效假设成立的可能性小于5%，换言之，组间差异是因处理因素〔如药物〕所致的可能性大于95%，组间差异有显著意义。
ts＞t0（1％），那么P值＜O．01，即无效假设成立的可能性小于1%，换言之，组间差异是因处理因素〔如药物〕所致的可能性大于99%，差异非常显著。
ts＞t0（5％），那么P＞0．05，即无效假设成立的可能性大于5%，差异不显著。
P值为机率或危险率。
标准t值可根据t值表查出，由该表有关自由度与特点危险率（5％或1％）而找出该标准t值。
标准t值表
自由度
机率
5％
1％
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
12.706
4．303
3．182
2．776
2．571
2．447
2．365
2．306
2．262
2．228
2．201
2．179
63．657
9．925
5．841
4．604
4．032
3．707
3．499
3．355
3．250
3．196
3．106
3．055
13
14
15
16
17
18
19
20
30
100
1000
X
2．160
2．145
2．131
2．120
2；
110
2．101
2．093
2．083
2．042
1．984
1．962
1．960
3．012
2．977
2．947
2．92l
2．898
2．878
2．861
2．845
2．750
2．626
2．581
2．576
2．质反响指标的显著性测验法
计数资料显著性测验最常用的是X2（卡方）检验法，它可以用来检验两个或多个百分比（率）之间的差异。
计算方法和步骤如下：
（1）首先假设两组的差异是由机会所致，即两组的阳性是一样的。
（2）将数据带入四格表，并根据X2计算公式算出X2值。
（3）判断无效假设是否成立。
四格表
组别阳性阴性合计
用药组aba+b
对照组cdc+d
合计a+cb+da+b+c+d=n
x2检验的公式如下：
根据自由度查x2值表，自由度的计算公式为：
n〔自由度〕=〔行-1〕〔列-1〕，故四格表法的自由度为1。
查x2值表可知，求得的x2值假设大于3.84，那么P值小于0.05，有显著差异；
假设求得的x2值大于6.63，那么P值小于0.01，有非常显著差异。
即求得的x2值越大，否认假设情况的可能性就越大，差值是由处理因素所致的可能性越大；
反之，x2值越小，否认假设情况的可能性越小，即差值是由实验误差所致的可能性越大。
注意：
数据中无0或1时才可以用上述公式计算x2值。
如果数据中出现了0或1，那么要用简化值直接概率法计算。
实验动物数必须大于40。
x2值表
自
由
度
大于此值之机率P
0.900
0.750
0.500
0.250
0.100
0.050
0.025
0.010
0.005
1
0.02
0.01
0.45
1.32
2.71
3.84
5.02
6.63
7.88
第五节实验报告的书写要求
实验报告是实验者对其完成的实验工作进展的扼要的文字总结，是综合评定实验课成绩的重要依据之一。
学生每完成一次实验都应提交相应的实验报告。
实验报告通常的格式如下：
##专业班级组别日期
1．实验题目：
2．实验目的与原理：
3．实验材料：
包括实验器材、实验动物与药品试剂。
实验动物要写明其种类、性别、体重。
如果所使用的仪器和方法与实验教材规定的有所不同时，可作简要说明。
4．实验方法：
实验步骤可作简要描述。
5．实验结果:
应详细记录原始数据，对较长的曲线记录，可选取一段有变化的曲线，剪下后贴在实验报告中，并根据原始资料，真实、准确记述所观察到的实验现象。
将原始数据进展统计学处理，最后用图或表来表示。
绘图时，应在横轴和纵轴上画出刻度，标明数值单位。
一般以纵轴表示反响强度，横轴表示时间或药物剂量。
绘制表格时，应制三线表，表内布局要合理，标题在表的上方。
6．讨论：
实验结果的讨论是根据的理论知识和已有的文献资料对实验结果的解释和分析，判断所得到的结果是否为预期的结果；
对于非预期结果要分析可能的原因。
还应在讨论中指出实验结果的生物学意义。
7．结论：
是对该实验所能证明的作用或作用机制的简明总结。
不要简单地罗列具体的结果，而应在讨论的根底上归纳出概括性的判断。
结论应言之有据，不能充分证明的理论分析不应写入结论中。
第六节实验室守那么
1.遵守学习纪律，准时到达实验室。
在做实验时因故外出或早退应向指导教师请假，经同意后方能离开实验室。
2.实验时应严肃认真，不得高声谈笑与进展任何与实验无关的活动，应保持实验环境的宁静。
参加实验时应穿着实验工作服。
3.参加实验者应先熟悉实验仪器和设备的性能与使用要点，而后使用。
一旦发现仪器和设备故障或损坏，应立即向指导教师报告，以便能与时维修或更换，不可擅自拆修或调换。
仪器和设备不慎损坏时，应与时向指导教师汇报情况，按章赔偿。
4.各实验小组的实验仪器和器材各自保管使用，不得随意与他组调换挪用。
如需补发增添时，应向指导教师申报理由，经同意后方能补领。
每次实验后应清点实验器材，用品。
5.爱惜公共财物，注意节约器材，爱护实验动物，实验室内物品不得擅自带走。
6.保持实验室的整洁卫生，不必要的物品不要带进实验室内。
实验完毕后，应将实验器材，用品与实验桌凳收拾干净；
实验动物尸体和废物应放到指定的地点，不得随地乱丢。
实验室的清洁卫生工作应由各实验小组轮流负责打扫，以保证实验室环境整洁卫生。
（邹莉波）
第二章动物实验的根本操作技术
第一节药理学实验常用动物的种类与特点
一．小白鼠（mouse）
小白鼠属哺乳纲，啮齿目，鼠科。
其温顺易捉，繁殖力强，价格低廉，对实验动物同种、纯种、性别和年龄的要求比拟容易满足，生活条件也容易控制，因此是药理学实验最常用的动物，特别适用于需要大样本的实验，如药物筛选、药物半数致死量的测定等。
小白鼠对多种疾病有易感性，可以复制多种疾病模型，如癌症、肉瘤、白血病、血吸虫病、败血症、癫痫、药物依赖性、痴呆症等。
二．大白鼠（rat）
大白鼠亦属哺乳纲，啮齿目，鼠科，受惊时有攻击性，易对实验者造成伤害，应注意防护。
大白鼠也可用于多用实验和复制多种动物模型，如复制水肿、炎症、缺氧、休克、发热、胃溃疡、高血压以与肾衰等动物模型；
大白鼠的垂体-肾上腺功能很兴旺，常用来作应激反响、肾上腺与垂体等内分泌功能实验。
大白鼠的高级神经活动兴旺，因此，也广泛用于脑功能定位、神经元细胞外记录等实验中。
三．家兔（rabbit）
家兔属哺乳纲，啮齿目，兔科。
其特点是性情温顺，易于饲养。
常用于与呼吸功能、泌尿功能、心血管功能有关的实验中，如呼吸运动的调节与呼吸衰竭的处理、血压的调节和心衰的处理等。
因家兔对致热源敏感，故常用于研究解热药和检查热源。
此外，因家兔耳长大，血管清晰，便于静脉注射和采血，故也广泛用于药物的血管刺激性与溶血性的研究。
四．豚鼠（guinea-pig）
豚鼠又称天竺鼠，荷兰猪。
属哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
其特点是性情温顺，对组胺和结核菌敏感。
常用于复制哮喘、组胺过敏、结核病模型，以研究平喘药、抗组胺药以与抗结核药的作用。
也用于药物安全性试验中的全身主动过敏性试验。
五．猫（cat）
猫属哺乳纲，食肉目，猫科。
与兔相比，猫对外科手术的耐受性强，血压相对稳定，但极具攻击性。
常用于去大脑僵直、下丘脑功能以与血压方面的实验。
六．犬
犬常用于观察动物对冠状动脉血流量的影响、心肌细胞电生理研究、降压药与抗休克药的研究等；
经过训练，可与人合作，很适用于慢性实验，如条件反射试验。
犬的体形大，对手术的耐受性较强，常用于其他小动物不易进展的手术中，如胃瘘、肠瘘、膀胱瘘、胆囊瘘以与冠状动脉结扎等。
在进展临床前长期毒性试验中，犬是常用动物。
七．蟾蜍（toad）
蟾蜍属于两栖纲，无尾目。
由于进化较低，其离体标本（如心脏、腓肠肌等）能在较长时间内保持着自律性和兴奋性，而且蟾蜍容易获得并价格廉价，故经常被用于研究药物对心脏的影响、反射弧分析以与肌肉收缩等实验中。
第二节实验动物的选择
为了获得理想的实验结果，必须根据实验目的选择适宜的观察对象，在选择动物时，需考虑如下因素：
一．种属的选择
不同种属的动物对同一疾病病因刺激的反响程度会有很大的差异。
在选择实验动物时，尽可能选择对刺激因素较为敏感且与人类接近的种属。
例如在进展发热实验时，宜首选家兔：
在进展过敏反响和变态反响实验时，宜首选豚鼠；
小鼠那么宜用于半数致死量等方面的观察。
二．性别的选择
由于成年雌性动物的代谢存在着明显的性周期的变化，这些变化会影响受试动物对某些实验因素的反响状态。
因而在选择实验动物时，一般多用雄性动物，但热板法镇痛实验不宜选用雄性小鼠或大鼠，半数致死量的测定应雌雄各半。
三．周龄或体重的选择
一般选择成年动物，小鼠体重18-22g，大鼠体重200-250g，豚鼠体重350-450g，家兔体重2.5-3.5kg，beagle犬体重8-20kg。
但有些实验对动物体重或周龄有特殊要求，如大鼠足肿胀法的抗炎实验，宜选用120-150kg的大鼠，对致炎剂敏感。
制作大鼠脑永久性低灌注模型时，宜选用13周龄以上的大鼠，可大大降低死亡率。
四．状态的选择
实验动物对人类疾病的表达程度与对施加因素的反响情况，除了与动物自身的生理特征有关外，还受动物的状态，如是否饥饿、睡眠是否足够、是否患有其他疾病等的影响。
因此，应选择健康、反响机敏以与其它各个方面条件尽量一致的动物作为观察对象。
五．实验条件的选择
由于环境因素对实验结果有着很强的干扰作用，如明、暗（即光照周期）对体内代谢就有着重要的影响。
在实验时应选择与受试动物自然生活尽量一致的实验环境或人为地将实验环境控制到符合条件的程度。
第三节实验动物的编号
在药理学实验中为了观察并记录每只动物、各组动物的变化情况，必须在实验前预先对动物进展随机分组和编号标记。
对于比拟大的动物如狗，兔等，可将烙在金属牌上，实验时将其固定于狗链条或兔耳上。
对于家兔还可采用化学药品涂染背毛或采用兔耳打孔法。
下面以药理学实验最常用动物为例，介绍大鼠和小鼠的编号标记方法。
大鼠和小鼠的编号一般都采用各种不同颜料涂擦被毛的方法来标记，也可用不同颜色的油性记号笔在尾部标记。
常用的涂染化学品如下：
1.涂染黄色，用3%～5%苦味酸溶液。
2.涂染红色，用0.5%中性红或品红溶液。
3.涂染咖啡色，用2%硝酸银溶液。
4.涂染黑色，用煤焦油的酒精溶液。
最常用的是3%～5%苦味酸溶液。
用毛笔或棉棒蘸取此溶液，在动物的不同部位涂上苦味酸溶液表示不同。
一般习惯涂染在左前腿上为1，左侧腰部为2，左后腿上为3，头部为4，背部正中为5，尾基部为6，右前腿为7，右侧腰部为8，右侧后腿上为9，不涂染鼠为10〔如图2-1A、B〕。
如果实验时动物的编号超过10，且在20～99之内，可采用在上述动物同一部位上，再涂染另一种涂染剂〔如0.5%中性红或品红溶液〕斑点，表示相应的十位数。
例如，在左前腿标记红色和黄色斑点，这就表示为11；
如果红色标记在左前腿上，而黄色标记在左腰部，这就是12，以此类推〔如图2-1C、D〕。
也可以用同一种颜色涂在两个部位来标记10以上的记号。
如左前腿和左后腿都标记苦味酸溶液，表示13号，以此类推。
图2-1A图2-1B
图2-1C图2-1D
上述苦味酸溶液等颜料标记的优点是持续时间比拟长，一个月左右也不会退色，对于慢性实验尤其适合。
如果是急性实验，或饲养小鼠时间在一周之内，可用不同颜色的油性记号笔在尾部标记，如图2-2所示。
图2-2
标记要有记录，做到实验者心中有数，以免时间长忘记。
第四节实验动物的捉持和给药方法
正确地捉拿与固定动物是药理学实验的根本操作之一，也是实验顺利进展的保证。
掌握正确的动物捉拿与固定方法，不仅可有效防止实验者被动物咬、抓伤，也可确保动物不被过分激惹，以保证其正常的生理活动不受明显干扰，从而不致明显地影响实验结果。
一．小鼠的捉持和给药方法捉拿小鼠时，先用右手将鼠尾抓住并提起，将小鼠放在鼠笼上或较为粗糙的台面上，在其向前爬行时，用右手向后拉尾，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳与头颈部皮肤，将其置于手心中，拉直四肢并用左手的无名指压紧尾部，右手即可作注射和进展其它操作（如图2-4-1）。
也可只用左手捉拿小鼠，方法是先用左手的拇指和食指抓住小鼠的尾部中段，然后用左手的无名指和小指夹住尾的根部，并轻压向背部，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳与头颈部皮肤，将其置于手心中。
此种方法熟练后，比两手捉拿小鼠方便快捷，也便于右手的操作。
取尾血或进展尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属、玻璃、塑料或木制的固定器上。
给药方法：
1．灌胃法左手捉拿小鼠，右手持灌胃管（1～2ml注射器上连接玻璃或金属制的灌胃管），灌胃管长4～5cm，直径约lmm。
操作时将灌胃管插入口腔，沿上腭壁轻轻插进食管，当插进2～3cm时，灌胃管的前端
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