机能实验文档格式.docx

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（1）麻醉：

由耳缘静脉注射1%戊巴比妥钠（3ml／kg），待兔麻醉后，仰卧位固定于兔台上

（2）插气管插管：

颈部剪毛，沿颈正中线做一5~7cm长的皮肤切口。

分离皮下组织及肌肉，暴露和分离气管。

在气管下方穿一较粗线备用，于甲状软骨尾侧2~3cm处做“⊥”形切口，插入气管，用备用线结扎固定。

（3）分离颈部神经和动脉：

在气管两侧辨别并分离颈总动脉、迷走神经、交感神经和降压神经。

三条神经中迷走神经最粗，交感神经次之，降压神经最细，常与交感神经紧贴在一起。

分离后分别在各神经下方穿以不同颜色的丝线备用，颈总动脉下方穿两条线备用。

（4）插动脉插管：

在左侧颈总动脉的近心脏端加一动脉夹，然后结扎其远心脏端，动脉夹与结扎线之间相距至少2cm。

用眼科剪刀在靠近结扎线处做一向心脏方向的斜形切口，将连于血压换能器的细塑料管（管内预先注入肝素以抗血凝）向心脏方向插入动脉切口内，然后用备用的线结扎固定。

小心松开动脉夹，即可见血液冲进动脉插管。

（5）实验装置的连接与使用：

将血压换能器与MD-2000微机化实验教学系统的3通道连接，刺激电极与系统的刺激输出连接。

启动计算机，双击桌面上“MD-2000”图标，进入MD-2000生物信号采集分析系统，点击菜单栏“实验”，在下拉菜单中依次选“生理学实验”、“动脉血压调节”，点击“确定”，即进入血压调节实验界面。

2．观察项目：

（1）记录正常血压曲线，辨认血压波的一级波和二级波，有时可见三级波。

（2）用动脉夹夹闭右侧颈总动脉10～15s，观察血压的变化。

（3）由耳缘静脉注射1:

10000乙酰胆碱0.2ml，观察血压的变化。

（4）由耳缘静脉注射1:

10000去甲肾上腺素0.3ml，观察血压的变化。

（5）结扎并剪断右侧迷走神经，电刺激其中枢端，观察血压的变化。

（6）电刺激右侧迷走神经外周端（靠近心脏一端），观察血压的变化。

（7）剪断另外一侧迷走神经，观察血压的变化。

[注意事项]

1．麻醉药注射量要准确，速度要慢，同时注意呼吸变化，以免过量引起动物死亡。

如果实验时间过长，动物苏醒挣扎，可适量补充麻醉药物。

2．手术过程中应尽量避免损伤血管，并注意及时止血，保持手术视野清楚；

3．分离动脉和神经时切勿用有齿镊。

4．注意保护神经不要过度牵拉，并随时用生理盐水湿润。

5．在整个实验过程中，要始终保持动脉插管与动脉的方向一致，防止刺破血管或引起压力传递障碍。

6．实验中每观察一个项目，必须待血压恢复正常后，才能进行下一个项目。

7．每项实验记录必须包括实验前的对照、实验开始的标记及实验项目的注释。

8．实验中注射药物较多，要注意保护耳缘静脉。

[思考题]

简述减压反射的过程。

实验二 

动脉血压、呼吸的综合实验

本实验通过学习动脉血压、呼吸联合记录的方法，观察神经、体液因素对动脉血压和呼吸运动的调节，并探讨其机制。

动脉血压的形成和稳定取决于心脏泵血、外周阻力和循环血量三个方面。

凡能影响上 

述过程的因素，都可影响动脉血压。

心脏收缩能力增强、外周阻力增加（阻力血管—小动脉和微动脉收缩）和循环血量增加，都能使血压升高。

呼吸运动靠机体的呼吸中枢调节，一些因素（如氧分压、氢离子浓度、二氧化碳分压的改变以及气道阻力的变化）可以直接作用于呼吸中枢或通过外周的感受器反射性地刺激呼吸中枢，从而调节呼吸运动。

氧分压降低、氢离子浓度增大、二氧化碳分压升高以及气道阻力增大等，均可使呼吸加深加快。

许多神经、体液因素往往同时影响动脉血压和呼吸运动。

MD2000微机化实验教学系统，压力换能器，张力换能器，兔手术台，哺乳动物手术器械1套，气管插管，动脉插管套管，气袋，橡皮管，螺旋夹，细塑料管，动脉夹，刺激器，刺激电极，三通管，注射器（1ml、2ml、5ml、20m1），纱布，丝线。

1％戊巴比妥钠，0.5％肝素溶液，0.1％乙酰胆碱溶液（ACh），0.1％阿托品溶液，生理盐水，CO2气体，氮气，。

1．手术操作

（1）动物的麻醉与固定：

取兔、称重。

由耳缘静脉缓慢注入1％戊巴比妥钠溶液（3ml／kg），待兔角膜反射或脚趾疼痛反射完全消失、呼吸减慢后，将其仰卧固定于兔台上，拉直颈部，剪去颈前部毛。

（2）分离颈部神经、气管和血管，作气管插管和动脉插管：

于颈部正中做5～7cm切口，按常规方法分离气管并插入气管插管，固定，夹闭气管插管的一侧管口。

分离右侧迷走神经（最粗）、减压神经（最细）。

分离左侧颈总动脉，穿入两条缝合线备用。

由耳缘静脉注射0.5％肝素溶液lml，然后进行动脉插管，结扎固定，并连接压力换能器。

注意分离气管时，勿损伤位于气管两侧的甲状腺动脉；

分离神经时，不要过度牵拉，并随时用生理盐水湿润；

分离动脉时，勿损伤其小分支。

（3）游离膈肌小片：

剪去胸骨剑突处兔毛，沿腹白线切开3~5cm长皮肤，暴露出胸骨剑突部位，仔细分离剑突周围组织后，剪断与胸骨柄相连的胸骨（注意不可剪的太深，以免将膈肌片剪断或造成气胸，如有出血可用棉花压迫之），游离出剑突，用带线的做成钩状的大头针钩住剑突，连接拉力换能器。

2．观察项目

（1）观察正常血压、呼吸曲线；

（2）增加吸入气CO2的浓度，记录血压、呼吸曲线；

（3）静脉注射0.1％ACh溶液0.05ml／kg，记录血压、呼吸曲线；

（4）在气管插管另一侧管上接一根50cm长的橡皮管，记录血压、呼吸曲线；

（5）电刺激右侧迷走神经，记录血压、呼吸曲线；

（6）失血效应：

由另一侧颈总动脉放血，记录血压、呼吸曲线。

1．麻醉药注射量要准，速度要慢，同时注意呼吸变化，以免过重引起动物死亡。

如实验时间过长，动物苏醒挣扎，可适量补充麻醉药。

2．在整个实验过程中，要保持动脉插管与动脉方向一致，防止刺破血管或引起压力传 

递障碍。

3．手术操作时，动作要轻，以减少不必要的手术性出血和休克。

4．注意保护神经不要过度牵拉，并经常保持湿润。

5．实验中，注射药物较多，注意保护耳缘静脉。

6．给予影响措施或注射药物时，时间不宜过长、量不宜过多，同时密切观察血压、呼吸的变化，以免实验失败。

7．每次给药后均以少量生理盐水冲洗注射器，以保证药液完全进入体内：

每项实验后，应等血压、呼吸基本恢复并稳定后，再进行下一项实验。

电刺激一侧迷走神经，对血压和呼吸有何影响？

为什么？

实验三 

影响尿生成的因素

学习从输尿管和膀胱引流尿液的方法，观察影响尿生成的若干因素。

尿的生成是持续不断的。

尿的生成包括肾小球的滤过、肾小管和集合管的重吸收、分泌和排泄三个过程。

肾小球的滤过作用受滤过膜的通透性、肾小球有效滤过压和肾小球血浆流量等因素的影响。

肾小球和集合管重吸收受小管液溶质浓度和血液中抗利尿激素及肾素-血管紧张素-醛固酮系统等因素的影响。

凡能影响上述过程的因素都可影响尿的生成，从而引起尿量的改变。

MD2000微机化实验教学系统，兔手术台，哺乳动物手术器械，纱布，丝线，棉绳，塑料烧杯×

2，细塑料管（或膀胱插管），培养皿，注射器（20ml×

2、10ml×

2、5ml×

1、1ml×

3），头皮静脉针，计滴器。

1％戊巴比妥钠溶液，20％葡萄糖溶液，1:

10000去甲肾上腺素，0.1％酚红，20％甘露醇，10％NaOH，呋塞米（速尿），垂体后叶素，生理盐水。

1．麻醉 

耳缘静脉注射1％戊巴比妥钠溶液（3m1／kg）进行麻醉，仰卧位固定于兔手术台上。

2．手术 

腹部剪毛，于耻骨联合上方正中做一3~5cm长的切口，沿腹白线切开腹壁，将膀胱向尾侧移出体外，暴露膀胱三角，确认输尿管后，将靠近膀胱处的输尿管用止血钳做钝性分离，穿线备用。

将近膀胱端的输尿管穿线结扎，在靠近结扎线处剪一斜向肾脏的小口，将充满生理盐水的细塑料管向肾脏方向插入输尿管，备用线结扎固定。

此后，可看到尿液从细塑料管中慢慢逐滴流出。

也可从膀胱引流尿液。

同样切开腹壁后，将膀胱向尾侧移至腹外。

先辨认清楚膀胱和输尿管的解剖部位，用线结扎膀胱颈部，以阻断它同尿道的通路。

然后，在膀胱顶部选择血管较少处，剪一纵行小切口，插入膀胱插管（可用一弯头滴管代替），插管口最好正对着输尿管在膀胱的入口处，但不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。

用线沿切口结扎两道，将切口边缘固定在管壁上。

手术结束后，用浸有38℃生理盐水的纱布覆盖创面。

3．在一侧耳缘静脉安置好头皮静脉针，用胶布固定并由专人负责缓慢推入少量生理盐水，其速度以针头不被堵塞为宜，为下面各项实验注射备用。

4．实验装置的连接与使用 

将插入输尿管内的细塑料管或插入膀胱内的插管所引流出的尿液，滴在记滴器上，记滴器与系统的4通道连接，描记尿滴数。

进入MD-2000微机化实验教学系统的“泌尿实验”，记录尿滴数。

（仪器使用详见MD-2000微机化实验教学系统）。

5．观察项目：

（1）正常尿量。

（2）由耳缘静脉注射37℃生理盐水20ml（1min内注射完），观察尿量的变化。

（3）自耳缘静脉注射垂体后叶素2U，观察尿量的变化。

（4）自耳缘静脉注射20％甘露醇5.0ml，观察尿量的变化。

（5）由耳缘静脉注射1:

10000去甲肾上腺素0.3ml，观察尿量的变化。

（6）自耳缘静脉注射20％葡萄糖5.0ml，观察尿量的变化。

（7）自耳缘静脉注射0.1％酚红0.5ml，观察并记录从注射开始到兔尿液中出现酚红的时间（为能清楚观察到酚红，可在收集尿液的培养皿中加10％NaOH1~2滴，以呈现玫瑰红色作为指示）。

（8）自耳缘静脉注射呋塞米（5mg／kg），5分钟后开始观察尿量的变化，连续观察5~7分钟。

1．为保证动物在实验时有充分的尿液排出，实验前给兔多食菜叶或给兔用水灌胃。

2．手术操作应尽量轻柔。

腹部切口不可过大，避免损伤性闭尿。

剪开腹膜时，注意勿伤及内脏。

3．实验中需多次静脉注射，故需保护好兔耳缘静脉。

应尽量从静脉远端开始注射，逐步移向根部，以免反复注射时造成困难。

4．输尿管插管时，应仔细辨认输尿管，要插入输尿管腔内，勿插在管壁与周围结缔组织间，插管应妥善固定，防止滑脱。

同时，注意输尿管切勿扭曲，否则将会阻碍尿液排出。

5．每项实验必须在上一项实验作用消失、尿量基本恢复到正常水平时再进行。

做每一项实验时，要观察全过程，这样可以了解药物作用的潜伏期、最大作用期及恢复期等各个阶段。

6．刺激迷走神经时，注意刺激的强度不要过强，时间不要过长，以免血压急剧下降，心脏停跳。

7．分析结果时要注意血压和尿量之间的关系。

8．非预期结果及可能原因

开始实验尚未给药时，尿量很少或无尿。

（1）实验前给兔饲喂菜叶少，兔体缺水。

（2）兔本身机能状况欠佳。

（3）输尿管插管时，未插入输尿管内而插入管壁与周围结缔组织之间。

（4）输尿管或插管内有血凝块堵塞。

（5）输尿管扭曲或插管顶端抵住输尿管内壁，使尿液难以排出。

（6）腹部切口暴露太大或手术创伤等致使血压下降，并反射性引起ADH分泌，尿量减少。

（7）气温太低，动物未注意保温，血管收缩，尿量减少。

大量饮水和大量出汗分别对尿量有何影响？

实验四 

家兔实验性肺水肿

1．复制实验性肺水肿模型。

2．了解肺水肿的表现及其发生机制。

1．大量快速输液→血容量↑↑→肺毛细血管流体静压↑↑→血浆稀释→血浆胶体渗透压↓

2．肾上腺素→皮肤小动脉、肠、肾血管收缩→体循环血液涌入肺循环→肺毛细血管流体静压↑→心动过速，心室纤颤→肺静脉压↑→肺毛细血管流体静压↑↑→滤出〉回吸收

3．肺毛细血管流体静压↑↑→内皮过度牵张，裂隙增加→肺毛细血管壁通透性↑→血浆蛋白红细胞滤出→血浆胶体渗透压↓、组织间液胶体渗透压↑→滤出〉回吸收→超过淋巴回流→肺间质水肿→肺泡水肿

婴儿称、兔固定台,MD-2000微机化实验教学系统1套，张力换能器，颈部小手术器械，气管插管及呼吸描记装置，静脉导管及静脉输液装置，听诊器1个，烧杯、纱布、线、天平、滤纸。

1％肾上腺素，3％戊巴比妥钠，生理盐水。

[实验对象] 

1．取兔一只，称重后仰卧固定于兔台，耳缘静脉缓慢注射3％戊巴比妥钠（1ml/kg）进行全身麻醉。

2．气管分离及插管：

剪去颈部被毛，上起甲状软骨下达胸骨上缘切开颈部正中皮肤，用血管钳分离颈部正中肌群，分离一段气管，在其下穿线备用，用眼科剪在环状软骨下0.5~1cm处两个软骨之间剪一横切口，再向头端作一纵切口，使呈“⊥”形。

向肺脏方向插入“Y”形气管插管，用已穿好的线扎住，再在插管的侧管上打结，已防滑出。

插管时注意保持侧管畅通。

3．呼吸运动的描记方法：

切开胸骨下端剑突部位的皮肤，沿腹白线向下切开2cm左右，打开腹腔。

暴露出剑突软骨和剑突骨柄，辨认剑突内侧面附着的两块膈小肌，仔细分离剑突与膈小肌之间的组织并剪断剑突骨柄（注意压迫止血），使剑突完全游离。

此时可观察到剑突软骨完全跟随膈肌收缩而上下自由移动；

此时用弯针钩住剑突软骨，使游离的膈小肌和张力换能器相连接，信号经第4通道输入计算机，由计算机描记呼吸运动曲线。

此种描记方法可反映呼吸频率、呼吸深度以及呼吸的停止状态，缺点是在动物移动或稍有挣扎后，基线变化较大，不得不再次调整描记系统。

4．颈外静脉分离及插管：

于颈部皮下、胸锁乳突肌外缘找到颈外静脉，仔细分离2~3cm长，穿两线备用，把静脉导管与静脉输液装置连接，并注意排出管道内气体。

插管前先用动脉夹夹闭静脉近心端，待静脉充盈后再结扎远心端。

用眼科剪在静脉上靠远心端结扎线处呈45°

剪一小口，插入导管并结扎（导管插入2~3cm）。

打开静脉输液装置的螺旋夹，以5~10滴／分速度缓慢输入生理盐水。

5．描记一段正常呼吸，并用听诊器听肺的呼吸音，然后快速输入37℃生理盐水（输入总量160ml/kg，180~200滴／分）。

待滴注接近完毕时，立即经静脉导管上方的乳胶管注入肾上腺素（0.5mg/kg）。

6．上述输液过程中，密切观察呼吸改变和气管插管内是否有粉红色泡沫状液体流出，并用听诊器听肺部有无湿性罗音出现。

当证明肺水肿出现时，即夹住气管，处死动物，打开胸腔，用线在气管分叉处结扎，防止肺水肿液流出。

在结扎处以上切断气管，小心将心脏及其血管分离（勿损伤肺）把肺取出，用滤纸吸去肺表面的水分后称肺重量，计算肺系数。

然后肉眼观察肺大体改变，并切开肺，观察切面的改变，注意有无泡沫状液体流出。

肺系数计算公式：

肺系数=肺重量（g）/体重（kg）

正常兔肺系数为4~5。

[实验结果]

急性实验性肺水肿对家兔的影响

观察指标 

实验前 

实验后 

一般情况 

口唇颜色 

呼吸变化 

肺系数 

呼吸音 

肺切面变化 

肺大体变化

[注意事项]

1．因静脉壁较薄，故静脉插管头部不能太锐利，以防刺破静脉。

2．解剖取肺时,注意勿损伤表面和挤压组织，以防水肿液流出，影响肺系数。

3．第一次使用肾上腺素后肺水肿症状不明显者，可重复使用，两次给药间隔10分钟左右。

[思考题]

根据实验结果，联系理论，分析肺水肿发生的机制。

实验五 

急性实验性肺水肿及治疗

1．复制实验性肺水肿。

3．观察速尿及度冷丁的治疗作用。

雄性家兔

[实验器材与用品]

婴儿秤、兔固定台、Pclab-UE生物信号采集教学系统、张力换能器。

颈部小手术器械、气管插管及呼吸描记装置、静脉导管及静脉输液装置、导尿管、听诊器1个、烧杯、纱布、线、天平、滤纸。

0.01％肾上腺素、3％戊巴比妥钠、0.1％速尿、1％度冷丁、生理盐水、石蜡油等。

[实验步骤和方法]

1．每组各取一只兔子，随机分为模型组和治疗组。

2．称重后仰卧固定于兔台，耳缘静脉缓慢注射3％戊巴比妥钠（1ml/kg）进行麻醉。

3．气管分离及插管：

剪去颈部被毛，上起甲状软骨下达胸骨上缘切开颈部正中皮肤，用血管钳分离颈部正中肌群，分离一段气管，在其下穿线备用，用眼科剪在环状软骨下0.5~1cm处两个软骨之间剪一横切口，再向头端作一纵切口，使呈“⊥”形。

向肺脏方向插入“Y”形气管插管，用已穿好的线结扎，再在插管的侧管上打结，以防滑出，插管时注意保持侧管畅通。

4．呼吸运动的描记方法：

5．取10号导尿管用液体石蜡润滑后，自尿道缓慢插入，将导尿管用胶布与兔体固定，以防滑脱。

6．颈外静脉分离及插管：

于颈部皮下、胸锁乳突肌外缘找到颈外静脉，仔细分离2~3cm长，穿两根线备用，把静脉导管与静脉输液装置连接，并注意排出管道内气体。

剪一小口，插入导管并结扎（导管插入2~3cm）。

打开静脉输液装置的螺旋夹，以5~10滴/分速度缓慢输入生理盐水。

7．描记一段正常呼吸，并用听诊器听肺的正常呼吸音，然后快速输入37℃生理盐水（输入总量100ml/kg，180~200滴/分），两组待液体余50ml时，从耳缘静脉缓慢推注0.01％肾上腺素（0.35mg/kg）。

治疗组再从耳缘静脉匀速推注0.1％速尿（2mg/kg）及1％度冷丁（30mg/kg）进行抢救。

模型组不做药物治疗。

8．实验过程中密切观察呼吸改变和气管插管内是否有粉红色泡沫状液体流出，并用听诊器听肺部有无湿性罗音出现。

实验结束即夹住气管，处死动物，打开胸腔，用线在气管分叉处结扎，防止肺水肿液流出。

在结扎处以上切断气管，小心将心脏及其血管分离（勿损伤肺）把肺取出，用滤纸吸去肺表面的水分后称肺重量，计算肺系数，然后肉眼观察肺大体改变。

并切开肺，观察切面的改变，注意有无泡沫状液体流出。

肺系数计算公式：

肺系数=肺重量（g）×

体重（kg）

[实验结果]

急性实验性肺水肿对家兔的影响

治疗后

2．解剖取肺时，注意勿损伤表面和挤压组织，以防水肿液流出，影响肺系数。

1． 

联系理论，分析肺水肿发生的机制。

2．分析药物治疗机制。

实验六 

家兔酸碱平衡紊乱

1．复制急性呼吸性酸中毒、代谢性酸中毒的动物模型；

观察反映体液酸碱紊乱的各项指标及呼吸的变化。

2．了解纠正酸中毒的方法。

[实验原理] 

用血管钳夹闭气管插管的测管乳胶管，持续1.5分钟，引起原发性CO2升高复制呼吸性酸中毒；

经耳缘静脉缓慢注入12％NaH2PO4 

5ml／kg引起HCO3-原发性减少复制代谢性酸中毒

兔固定台，手术器械，呼吸描记装置，动脉取血装置（塑料三通开关，针头，动脉夹），5m1注射器（麻醉用），1ml注射器，小橡皮塞，20ml注射器（注NaH2P04及NaHCO3用），血气分析仪，塑料杯，瓷碗、线；

纱布、胶布。

1％普鲁卡因2支，0.3％肝素生理盐水，12％NaH2P04，5％NaHCO3，生理盐水。

1．兔称重，仰卧固定，颈部剪毛，局麻。

2．气管分离及插管，描记呼吸。

3．一侧颈动脉分离及插管以备取血用：

切开颈部正中皮肤，分离皮下组织，暴露颈部肌肉。

颈总动脉位于气管两侧，分离覆于气管上的胸骨舌骨肌和侧面斜行的胸锁乳突肌，深处可见颈动脉鞘。

用纹式血管钳分离鞘膜，避开鞘膜内神经，分离出2~3cm长的颈动脉，在其下穿二根线备用，一线结扎动脉远心端，用动脉夹夹住近心端，以左手食指垫于动脉下，拇指和中指捏住结扎线。

右手用眼科剪，离远心端结扎线0.5cm处；

在动脉壁向心剪一呈45°

角的小口，深约为管径的1/3或1/2。

左手插入已备好的动脉导管（插入前先打开三通开关，用注射器向导管内灌满肝素生理盐水，排去气泡。

关上三通开关），插入后将穿好的另一线把导管与动脉扎在一起（先打开个结，不要太紧。

然后小心放开动脉夹，若有出血，可将线扎紧以不影响导管继续送入动脉为好，将导管送入动脉约2~4cm，扎紧，固定）。

用远心端的线，围绕导管打结，用胶布将导管粘在兔头固定夹的口套上以进一步固定。

4．取血：

用1ml注射器接7号针头吸取少许肝素，将管壁湿润后推出，针芯推到底，使注射器死腔和针头内都充满肝素。

将动脉导管三通开关内的肝素液放掉，再关好三通；

接上准备好的1ml注射器，然后打开三通开关，一手轻轻抵住注射器尾部，接收（不抽吸）0.5~1.0ml不含气泡的血液，关闭三通取下注射器，立即套上针头并插入橡皮塞内，以隔绝空气，用手搓动注射器半分钟，使血与肝素混匀。

送技术室用血气分析仪测动脉血pH、二氧化碳分压（Pa