生理学实验报告.doc

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生理学实验报告

实验一坐骨神经-腓肠肌标本制备

[1]实验目的

1.学习机能学实验基本的组织分离技术；

2.学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法；

3.了解刺激的种类。

[2]实验原理　　

蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。

若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。

在机能学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性，刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等，制备坐骨神经腓肠肌标本是机能学实验的一项基本操作技术。

[3]实验对象

蛙

[4]实验药品

任氏液

[5]仪器与器械

普通剪刀、手术剪、眼科镊（或尖头无齿镊）、金属探针（解剖针）、玻璃分针、蛙板（或玻璃板）、蛙钉、细线、培养皿、滴管、电子刺激器。

[6]实验方法与步骤

①破坏脑、脊髓

取蛙一只，用自来水冲洗干净（勿用手搓）。

左手握住蛙，使其背部向上，用大拇指或食指使头前俯（以头颅后缘稍稍拱起为宜）。

右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管（图3-1-1）。

然后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针2～3次，捣毁脑组织。

如果探针在颅腔内，应有碰及颅底骨的感觉。

再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向尾端，捻动探针使其刺入椎管，捣毁脊髓。

此时应注意将脊柱保持平直。

针进入椎管的感觉是，进针时有一定的阻力，而且随着进针蛙出现下肢僵直或尿失禁现象。

若脑和脊髓破坏完全，蛙下颌呼吸运动消失，四肢完全松软，失去一切反射活动。

此时可将探针反向捻动，退出椎管。

如蛙仍有反射活动，表示脑和脊髓破坏不彻底，应重新破坏。

图2-1-1捣毁蟾蜍脊髓

②剪除躯干上部、皮肤及内脏 

用左手捏住蛙的脊柱，右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断（图3-1-2），然后左手握住蛙的后肢，紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去（注意避开坐骨神经），并剪去肛门周围的皮肤，留下脊柱和后肢（图2-1-3）。

图2-1-2横断脊柱图2-1-3剪除躯干上部及内脏

③剥皮 

一只手捏住脊柱的断端（注意不要捏住脊柱两侧的神经），另一只手捏住其皮肤的边缘，向下剥去全部后肢的皮肤（图2-1-4）。

将标本放在干净的任氏液中。

将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。

图2-1-4剥去皮肤

④分离两腿 

用镊子取出标本，左手捏住脊柱断端，使标本背面朝上，右手用粗剪刀剪去突出的骶骨（也可不进行此步）。

然后将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。

此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半（注意勿伤坐骨神经）。

将其中一半后肢标本置于盛有任氏液中备用，另一半放在蛙板上进行下列操作。

⑤辩认蛙后肢的主要肌肉

蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成，行走于脊柱的两侧，到尾端（肛门处）绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌。

⑥游离坐骨神经和腓肠肌

用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。

先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经，然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤及神经，其分支待以后用手术剪剪断。

同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。

⑦剪去其它不用的组织，操作应从脊柱向小腿方向进行。

（a）剪去多余的脊柱和肌肉  

将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同2～3节脊椎用粗剪刀从脊柱上剪下来。

再将标本背面向上，用镊子轻轻提起脊椎，自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支，直至腘窝（图3-1-5A），并搭放在腓肠肌上。

沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，并将股骨刮净，用粗剪刀剪去股骨上端的1/3（保留2/3），制成坐骨神经-小腿的标本。

（b）完成坐骨神经腓肠肌标本 

将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎线剪断跟腱。

用粗剪剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本（图3-1-5B）。

⑧检验标本 

用镊子夹持坐骨神经中枢端，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。

标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。

图2-1-5分离坐骨神经（A）和坐骨神经腓肠标本（B）

[7]注意事项

①在操作过程中，应给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。

②标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟，使标本兴奋性稳定，再开始实验效果会较好。

[8]实验图像

[10]结果及分析

①捣毁脑脊髓后的蛙应有何表现？

进针时有一定的阻力，而且随着进针蛙出现下肢僵直或尿失禁现象。

若脑和脊髓破坏完全，蛙下颌呼吸运动消失，四肢完全松软，失去一切反射活动。

②制备好的神经肌肉标本为何要放在任氏液中？

用任氏液湿润标本，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。

③如何判断制备的神经肌肉标本的兴奋性？

用沾有任氏液的锌铜弓触及一下（或电刺激刺激）坐骨神经或用镊子夹持坐骨神经中枢端，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。

[11]思考题

①用各种刺激检验标本兴奋性时，为什么要从中枢端开始？

蛙的脊髓已被离断，出现脊髓休克，横断面以下的脊髓所支配的躯体与内脏反射均减退以至消失，从中枢端刺激检验标本兴奋性，保证随着刺激次数的增加，下行神经传导同路的完整性，保证后续实验的顺利进行。

②刺激有几种形式?

沾有任氏液的锌铜弓和电刺激两种。

实验二心脏灌流

[1]［实验目的］

　　1.学习蛙离体心脏灌流方法。

　　2.观察Na+、K+、Ca2+、H+、肾上腺素、乙酰胆碱等因素对心脏活动的影响。

[2]［实验原理］

　　心脏的正常节律性活动需要一个适宜的内环境（如Na+、K+、Ca2+等的浓度及比例、pH值和温度），而内环境的变化则直接影响到心脏的正常节律性活动。

在体心脏还受交感神经和迷走神经的双重支配，交感神经末梢释放去甲肾上腺素，使心肌收缩力加强，传导速度加快，心率加快；迷走神经末梢释放乙酰胆碱，使心肌收缩力减弱，心肌传导速度减慢，心率减慢。

将失去神经支配的离体心脏保持于适宜的理化环境中（如任氏液），在一定时间内仍能产生自动节律性兴奋和收缩。

而改变任氏液的组成成分，离体心脏的活动就会受到影响。

[3]［实验对象］

　　蛙

[4]［实验药品］

任氏液、0.65％NaCl、2％CaCl2、1％KCl、1：

10000肾上腺素、1：

10000乙酰胆碱

[5]［仪器与器械］

计算机生物信号采集与处理系统（或二道生理记录仪）、张力换能器、蛙类常用手术

器械一套、玻璃分针、蛙板、蛙钉、蛙心插管、蛙心夹、试管夹、滴管（7支）、试剂瓶（

7个）、烧杯、双凹夹、万能支架、细线。

[6]［实验方法与步骤］

1.标本的制备     

（1）离体蛙心标本制备（斯氏蛙心插管法）  取蟾蜍一只，打开胸腔，暴露心脏。

在主动脉干下方穿双线，一条在左主动脉上端结扎作插管时牵引用；另一根在动脉球上方打一活结备用（用以结扎和固定插管）。

玻璃分针将心脏向前翻转,在心脏背侧找到静脉窦,在静脉窦以外的地方做一结扎（切忽扎住静脉窦）,以阻止血液继续回流心脏（也可不进行此操作）。

图3-4-1插管进入心室示意图

左手提起左主动脉上方的结扎线，右手持眼科剪在左主动脉根部（动脉球前端）沿向心方向剪一斜口，将盛有少许任氏液、大小适宜的蛙心插管由此开口处轻轻插入动脉球。

当插管尖端到达动脉球基部时，应将插管稍向后退（因主动脉内有螺旋瓣会阻碍插管前进），并将插管尾端稍向右主动脉方向及腹侧面倾斜，使插管尖端向动脉球的背部后方及心尖方向推进，在心室收缩时经主动脉瓣进入心室（见图3-4-1）。

注意插管不可插得过深，插管的斜面应朝向心室腔，以免插管下口被心室壁堵住。

　　若插管中任氏液面随心室的收缩而上下波动，则表明插管进入心室，可将动脉球上已准备好的松结扎紧，并固定于插管侧面的钩上，以免蛙心插管滑出心室。

剪断结扎线上方的血管，轻轻提起插管和心脏，在左右肺静脉和前后腔静脉下引一细线并结扎（参考图3-4-1），于结扎线外侧剪去所有相连的组织则得到离体蛙心。

此步操作中应注意静脉窦不受损伤并与心脏连结良好。

最后，用任氏液反复换洗插管内的任氏液，直到插管中无残留血液为止。

此时，离体蛙心标本制备成功，可供实验。

 ②左手拉住腹主动脉上结扎线头，于动脉球上剪一小口，将装有鱼用生理盐水的的蛙心套管插入动脉球，并顺势推入心室，此时可以看到套管内的液面随心脏搏动而上下移动。

用滴管不断更换套管中的灌流液，冲洗心室直至没有血液为止，束紧备用线连同套管尖端一起结扎，并将线头系在套管壁上的小突起上，达到固定作用。

最后剪断腹主动脉，提起心脏用线尽量远离静脉窦将其他血管结扎。

在结扎外方剪断各组织。

此时心脏完全离体，借灌流液而正常搏动。

　　2.实验装置连接

　　按图3-4-2将蛙心插管固定于支架上，在心室舒张时将连有一细线的蛙心夹在心脏舒张时夹住心尖，并将细线以适宜的紧张度与张力换能器相连。

张力传感器的输出线与计算机生物信号采集处理系统或二道生理记录仪的输入通道相连。

图3-4-2蛙心灌流的记录仪描记装置

3.实验项目

（1）记录心脏在只有任氏液时的收缩曲线，观察心率及收缩幅度，并将其作为正常对照。

（2）Na+的作用：

用吸管吸出插管中的任氏液后，换以等量的0.65％氯化钠溶液，记录并观察心跳的变化。

有变化出现时，应立即将插管内液体吸出，并以等量任氏液换洗2～3次，至心跳恢复正常。

　　（3）Ca2+的作用：

将1～2滴2％的氯化钙溶液加入灌流液中，记录并观察心跳变化。

有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。

　　（4）K+的作用：

将1～2滴2％的氯化钾溶液加入灌流液中，记录并观察心跳变化。

有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。

　　（5）肾上腺素的作用：

将1～2滴1：

10000肾上腺素加入灌流液中，记录并观察心跳变化。

有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。

　　（6）乙酰胆碱的作用：

将1～2滴1：

10000乙酰胆碱加入灌流液中，记录并观察心跳变化。

有变化出现时，应立即以等量任氏液换洗数次，至心跳曲线恢复正常。

[7]［注意事项］

　　1.制备离体心脏标本时，勿伤及静脉窦。

　　2.蛙心夹应在心室舒张期一次性夹住心尖，避免因夹伤心脏而导致漏液。

　　3.每一观察项目都应先描记一段正常曲线，然后再加药并记录其效应。

加药时应在心跳曲线上予以标记，以便观察分析。

　　4.各种滴管应分开，不可混用。

　　5.在实验过程中，插管内灌流液面高度应保持恒定；仪器的各种参数一经调好，应不再变动。

　　6.给药后若效果不明显，可再适量滴加，并密切注意药物剂量添加后的实验结果。

给药量必须适度，加药出现变化后，就应立即更换任氏液，否则会造成不可挽回的后果，尤其是K+，H+稍有过量，即可导致难以恢复的心脏停跳。

　　7.标本制备好后，若心脏功能状态不好（不搏动），可向插管内滴加1～2滴2%CaCl2或1：

10000肾上腺素，以促进（起动）心脏搏动。

在实验程序安排上也可考虑促进和抑制心脏搏动的药物交换使用。

　　8.谨防灌流液沿丝线流入张力传感器内而损坏其电子元件。

[8][问题与解释]

　　1.插管插入后,管中的液面不能随心脏搏动而