食品毒理学实验Word格式文档下载.docx
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6.消化道无呕吐、腹泄，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7.神经系统无震颤、麻痹。
若动物（大鼠、小鼠）出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。
8.四波及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）实验动物的性别鉴定
小鼠主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。
成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。
（三）抓取方法
正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行。
小鼠的抓取方法先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后位，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
（四）编号、标记方法
1、称重鼠的感应量在0.1g以下。
2、标记方法
染色法:
采用染科（苦味酸酒精饱和液）涂擦动物皮毛标记的方法进行编号。
用毛笔或棉签蘸取染料涂于动物的不同部位，以苦味酸黄色斑点染料标记来表示不同号码。
一般习惯涂在左前腿为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6，右前腿为7，右腰部为8，右后腿为9。
如果动物编号超过10,需要10～100号码时，可采用在上述动物的不同部位，再涂染另一种涂料斑点，即表示相应的十位数，即左前腿为10,左腰部为20，以此类推。
（五）实验动物的随机分组方法（随机数字表法）
为了得到客观的剂量—反应关系。
应将一群动物按统计学原则随机分配到各个试验组中。
将实验单位随机分成三组
设有动物X只，随机等分成Y组。
将动物编号后，按上述方法，从随机数字表抄录X个数字，将各数一律以Y除之，并以余数1,2,3……代表各组。
动物号码12345
随机数目
除Y后的余数
要使各组的动物数相等，须把原归某组的动物改配到其他组去。
可以随机数字表继续按斜角线抄录一个数字，得60，以有多出的一组现有只数除之，余数为几，就可以把第几个移入其他组。
5.注意事项:
在实验操作过程中，注意安全，以免被小鼠咬伤，防止小鼠丢失。
同时要遵守实验操作规程。
6.实验结果:
掌握实验动物的一般操作、实验样品采集、实验动物处死方法等
7.实验报告要求:
实验报告应包含如下内容:
原理、仪器和试剂、步骤、原始数据、计算结果。
实验二动物染毒途径和方法
1.实验目的要求：
掌握常用的动物染毒途径和方法。
2.实验原理:
实验动物的一般染毒途径主要是皮下注射、皮内注射、肌内注射、静脉注射、腹腔注射、经口染毒、皮肤染毒和呼吸道染毒。
实验动物：
成年、健康小鼠二
器材：
注射器（0.5,1ml）、消毒棉球、手套、5Oml烧杯。
试剂：
0,9%生理盐水（1OOmI,灭菌）。
4.实验内容步骤:
染毒的途径和方法多种多样，可根据实验目的、动物种类和药物剂型等情况确定。
1.皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤。
将连有针头的注射器刺入皮下。
注射部位一般在大腿外侧、内侧、背部、耳根部、腹部。
2.皮内注射皮内注射时需要将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，将连有针头的注射器紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药物，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3.肌内注射肌内注射应选用肌肉发达、没有大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直刺入肌肉，回抽针栓无回血，即可进行注射。
4.静脉注射一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用温水浸润或用酒精擦拭。
以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行，从尾下四分之一处进针，先缓慢注入少量药液，如无阻力，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
或用消毒棉球压迫针眼止
血。
5.腹腔注射用小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左或右下腹刺入皮下，使针头向前推进0.5一1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓慢注入药液。
6.经口染毒（见实验五）
7.皮肤染毒（见实验四）
8.呼吸退染毒（见实验六）
在实验操作过程中，注意安全，以免被小鼠咬伤，防止小鼠丢失。
掌握实验动物染毒的常用的方法及其操作.
原理、仪器和试剂、实验操作步骤。
实验三动物生物材料采集、准备
1.实验目的要求
掌握动物生物样品采集方法及实验动物的处死方法。
动物生物样品的采集对实验结果十分重要，各脏器的比重和血液指标反映了动物染毒后的生理变化。
成年、健康小鼠
酒精。
酒精棉球、解剖剪刀、血色素吸管、干棉球、注射器、镊子。
4.实验内容步骤:
（一）采血方法
1.鼠尾采血方法：
适用于血量少的实验。
方法：
将动物固定后，把鼠尾浸入45～50oC温水中使尾静脉充血,擦干皮肤后，再用酒精棉球擦拭消毒。
剪去尾尖（约0.2～0.3cm），拭去第一滴血，用血色素吸管（根据需要事先在吸管内加入与不加抗凝剂）吸取一定量尾血,然石用干棉球压迫止血。
也可以不剪尾，以1ml注射器连上7-8号针头直接刺破尾静脉进行定最采血。
2.眼眶静脉丛采血法：
操作者以左手拇指、食指紧紧握住小鼠颈部压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血（注意用力要恰当，以防止动物窒息死亡），右手持玻璃毛细管从一侧眼内眦部以45度角刺入，捻转前进。
如无阻力继续刺入，有阻力就抽出玻璃毛细管调准方向后再刺入，直至出血为止。
右手持容器收集血液后，拔出毛细管，用干棉球压迫止血。
3.腹主动脉或股动（静）脉采血法：
为一次性采血方法。
大、小鼠麻醉后，仰卧位固定动物，剪开腹腔，剥离暴露腹主动脉或暴露股动（静）脉，用往射器刺入采血。
4.断头采血法：
操作者左手握住动物，右手持剪刀，快速剪断头颈部，倒立动物将血液滴入容器。
注意防止剪断的毛发掉入接血容器中。
（二）处死方法
1.脊椎脱臼法左手按住鼠头，右手抓住鼠尾猛力向后拉，使动物颈椎拉断脱节而立即死亡。
此法多用于处死小鼠。
2.断头法操作者用右手握住大鼠或小鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用大剪刀或断头器剪断颈部使之死亡。
也可使用断头器。
3.急性大失血法可用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血法使大、小鼠立即死亡.（详见动物的采血方法）。
4.击打法右手抓住鼠尾，提起，用力摔打其头部，鼠痉孪后立即死亡。
也可用小木锤或器具猛力击打动物头部，使其立即死亡，常用于处死家兔或大鼠。
（三）实验动物脏器的观察和采取。
在实验操作过程中，注意安全，以免被小鼠咬伤，防止小鼠丢失；
实验使用的有毒化学药品妥善处理;
要遵守实验操作规程。
掌握各种采血方法、实验动物各器官的正确位置和实验动物常用的处死方法。
原理、仪器和试剂、步骤，各种采血和处死方法的适用范围。
实验四皮肤刺激实验
本试验的目的是:
学习皮肤染毒技术，了解受试物对皮肤是否有刺激或腐蚀作用。
有些化学毒物与皮肤接触后可经皮肤吸收引起机体中毒，或引起皮肤、粘膜局部损伤。
因此，经皮肤接触毒性试验在卫生毒理学中占有重要位置。
成年、健康的小鼠。
皮肤刺激试验需动物3只。
器材：
解剖剪刀，细玻璃棒，棉球、医用纱布、塑料薄膜、无刺激性胶布。
辣椒油；
脱毛剂:
取3份硫化钠，l份洗衣粉和7份淀粉，使用前临时用温水调成糊状。
1.小鼠脱毛技术。
方法有三种：
剪毛、拔毛和脱毛。
剪毛固定动物后用粗剪刀剪去所需部位的被毛。
应注意几点:
把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；
依次剪毛，不要乱剪；
剪下来的被毛集中在一个容器内，勿遗留在手术和操作台周围。
拔毛小鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。
脱毛脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。
常用硫酸钡或脱毛剂配方配制脱毛剂。
2.小鼠染毒操作
浸尾法：
染毒前先将小鼠放入特制地固定盒内，并使其尾巴通过固定盒底部的软木塞的圆孔露出管外。
继之将尾巴通过小试管软木塞小孔，插入装有受试物液体的试管内，浸饱2～6小时。
观察中毒症状。
涂布法:
用棉签将受试物液体均匀涂布于脱毛的皮肤上，在其上覆盖纱布，并用胶布固定。
于染毒后30min，60min，2h，4h分别观察染毒部位的皮肤，有无红斑和水肿，有无水泡，糜烂渗出等症状。
记录症状并判断待测物对皮肤的刺激性。
3.皮肤局部刺激作用的观察方法和评价。
表1.皮肤刺激反应评分标准
刺激反应
分值
红斑
无红斑
轻度红斑（勉强可见）
1
中度红斑（明显可见）
2
重度红斑
3
紫红色红斑到轻度焦痂形成
4
水肿
无水肿
轻度水肿（勉强可见）
中度水肿（明显隆起）
重度水肿（皮肤隆起1mm，轮廓清楚）
严重水肿（皮肤隆起1mm以上并有扩大）
最高总分值
8
表2.皮肤刺激强度评价标准
评价
0-0.49
无刺激性
0.5-2.99
轻度刺激性
3.0-5.99
重度刺激性
6.0-8.0
强刺激性
4.实验操作要点
脱毛操作过程中，注意不要伤到小鼠皮肤；
小鼠在染毒过程中，注意其随时间的变化。
观察辣椒油对小鼠皮肤的刺激作用，并做出皮肤刺激性分级的判断。
原理、仪器和试剂、步骤、结果。
实验五经口急性毒性试验
了解一次或24小时内多次给予受试化学物后，动物所产生的急性毒性反应及其严重程度，中毒死亡的特征以及可能的死亡原因，观察受试物毒性反应与剂量的关系，求出半数致死量。
2.
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