完整word版动物实验报告文档格式.docx
《完整word版动物实验报告文档格式.docx》由会员分享,可在线阅读,更多相关《完整word版动物实验报告文档格式.docx(15页珍藏版)》请在冰豆网上搜索。
![完整word版动物实验报告文档格式.docx](https://file1.bdocx.com/fileroot1/2022-9/30/8213d71f-50d0-4256-a998-348ee433d1cd/8213d71f-50d0-4256-a998-348ee433d1cd1.gif)
1、实验动物:
每组两只雌鼠,两只雄鼠;
2、实验器械及试剂:
鼠笼;
小鼠固定器和小鼠固定板;
眼科剪;
眼科镊;
解剖刀;
1ml注射器;
毛细玻璃管;
灌胃针;
苦味酸染料;
葡萄糖液;
2%水合氯醛;
三、实验内容及方法
1、小鼠的抓取和固定
抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别
雄鼠的阴囊明显,雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,近者为雌,远者为雄。
另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法
1)耳孔法
用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位。
2)剪趾法
适用于出生一周以内新生仔鼠;
3)染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血
1)剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张。
将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取,同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后,先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2~0.3ml血,切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查。
2)眼眶后静脉丛取血
当需中等量的血液,而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血),右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2~3mm。
当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压的关系,血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后,拨出毛细管。
若手法恰当,小鼠约可采血0.2~0.3ml。
3)心脏取血
动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位的被毛,用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第3~4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4~5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点:
要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱;
如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺;
要缓慢而稳定的抽吸,否则,太多的真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法
1)经口给药:
小鼠灌胃
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3~4cm,常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml;
2)皮下注射给药
皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。
3)肌肉注射给药
小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°
角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。
4)腹腔注射给药
左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nm左右,接着使注射针头与皮肤呈45°
角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5)尾静脉注射给药
鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠的解剖
将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察
1)肺:
分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。
2)心脏:
呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间。
3)肝:
附于隔上,呈暗褐色,分5叶。
4)胃:
分贲门、幽门、胃底及胃体。
5)肠:
分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6)脾:
脾斜卧在胃的左侧,呈暗红色,长条扁平状。
7)胰:
在十二指肠附近,呈粉红色。
8)肾:
右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。
9)卵巢和子宫:
卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫,为Y字形。
10)睾丸:
小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。
实验二:
大鼠实验
1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法;
2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法;
3、掌握大鼠的标记方法;
4、掌握大鼠的基本采血技术(尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血);
5、掌握大鼠的常用给药方法(灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉);
6、掌握大鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置;
每组SD大鼠2只(1雌1雄);
鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水;
三、实验内容及步骤
1.抓取和固定
右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部。
轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定
成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口和乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,雄性:
距离长,毛发密(和其他部位一样),雌性:
距离短,毛发稀疏。
3.给药
1)灌胃:
将注射器装入药物溶液,装上灌胃针。
抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入大鼠4~5cm,常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml;
(若药物灌入肺中,大鼠死亡)。
2)腹腔注射:
左手固定大鼠后,右手持针,45度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针。
3)尾静脉注射:
鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。
(切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象)。
4)皮下注射:
将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5)皮内注射:
小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤,注射药液。
若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。
为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔。
4.麻醉:
抓取固定大鼠后,通过腹腔注射的方式(按10%水合氯醛2ml/kg的用量)将适量的麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血
1)尾静脉采血
先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0.1ml。
2)心脏釆血:
将麻醉后的小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置(为搏动为剧烈处)。
右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置,继续采血。
采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置。
(每次采血量可达2~3ml)。
3)腹主动脉采血:
将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后(腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱),右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25~30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血。
一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml,采样过程迅速。
6.大鼠解剖;
将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上,仰位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部。
内部脏器观察:
呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间。
(乳白色胸腺附于主动脉弓前部)。
紧邻隔下,呈暗褐色,分7叶,无胆囊。
脾斜卧在胃的左侧,呈