动物实验报告.docx
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动物实验报告
实验动物学实验报告
学院:
学号:
姓名
时间:
实验一:
小鼠实验
一、实验目的
1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法;
2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法;
3、掌握小鼠的标记方法;
4、掌握小鼠的基本采血技术;
5、掌握小鼠的常用给药方法;
6、掌握小鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置;
二、实验材料
1、实验动物:
每组两只雌鼠,两只雄鼠;
2、实验器械及试剂:
鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛;
三、实验内容及方法
1、小鼠的抓取和固定
抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别
雄鼠的阴囊明显,雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,近者为雌,远者为雄。
另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法
1)耳孔法
用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位。
2)剪趾法
适用于出生一周以内新生仔鼠;
3)染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血
1)剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张。
将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取,同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后,先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2~0.3ml血,切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查。
2)眼眶后静脉丛取血
当需中等量的血液,而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血),右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2~3mm。
当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压的关系,血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后,拨出毛细管。
若手法恰当,小鼠约可采血0.2~0.3ml。
3)心脏取血
动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位的被毛,用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第3~4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4~5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点:
要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺;要缓慢而稳定的抽吸,否则,太多的真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法
1)经口给药:
小鼠灌胃
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3~4cm,常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml;
2)皮下注射给药
皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。
3)肌肉注射给药
小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。
4)腹腔注射给药
左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nm左右,接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5)尾静脉注射给药
鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠的解剖
将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察
1)肺:
分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。
2)心脏:
呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间。
3)肝:
附于隔上,呈暗褐色,分5叶。
4)胃:
分贲门、幽门、胃底及胃体。
5)肠:
分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6)脾:
脾斜卧在胃的左侧,呈暗红色,长条扁平状。
7)胰:
在十二指肠附近,呈粉红色。
8)肾:
右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。
9)卵巢和子宫:
卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫,为Y字形。
10)睾丸:
小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。
实验二:
大鼠实验
一、实验目的
1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法;
2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法;
3、掌握大鼠的标记方法;
4、掌握大鼠的基本采血技术(尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血);
5、掌握大鼠的常用给药方法(灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉);
6、掌握大鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置;
二、实验材料
1、实验动物:
每组SD大鼠2只(1雌1雄);
2、实验器械及试剂:
鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水;
三、实验内容及步骤
1.抓取和固定
右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部。
轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定
成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口和乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,雄性:
距离长,毛发密(和其他部位一样),雌性:
距离短,毛发稀疏。
3.给药
1)灌胃:
将注射器装入药物溶液,装上灌胃针。
抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入大鼠4~5cm,常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml;(若药物灌入肺中,大鼠死亡)。
2)腹腔注射:
左手固定大鼠后,右手持针,45度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3)尾静脉注射:
鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
(切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象)。
4)皮下注射:
将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5)皮内注射:
小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤,注射药液。
若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。
为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔。
4.麻醉:
抓取固定大鼠后,通过腹腔注射的方式(按10%水合氯醛2ml/kg的用量)将适量的麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血
1)尾静脉采血
先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0.1ml。
2)心脏釆血:
将麻醉后的小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置(为搏动为剧烈处)。
右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置,继续采血。
采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置。
(每次采血量可达2~3ml)。
3)腹主动脉采血:
将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后(腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱),右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25~30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血。
一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml,采样过程迅速。
6.大鼠解剖;
将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上,仰位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察:
1)肺:
分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。
2)心脏:
呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间。
(乳白色胸腺附于主动脉弓前部)。
3)肝:
紧邻隔下,呈暗褐色,分7叶,无胆囊。
4)胃:
分贲门、幽门、胃底及胃体。
5)肠:
分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6)脾:
脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状。
7)胰:
在十二指肠附近,不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同。
8)肾:
为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺(米粒大小),每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。
9)卵巢和子宫:
在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外。
10)睾丸:
小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。
11)颌下腺:
打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。
实验三:
豚鼠、家兔的基本实验操作
一、实验目的
通过实际操作,掌握豚鼠和家兔的一般操作方法,包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖;家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖,了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。
二、实验材料
1、实验动物:
豚鼠1只(雌性)、家兔1只(雄性)
2、实验器械及试剂:
鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、
三、实验步骤
1、豚鼠的抓取和固定
豚鼠的抓取和固定:
左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部,豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功,注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。
2、豚鼠性别鉴定
将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上,用手按压豚鼠的会阴部,观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。
雄性豚鼠可观察到阴茎,雌性豚鼠可观察到会阴部。
3、豚鼠麻醉
左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上,右手持针,于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂(按10%水合氯醛4ml/kg的用量,豚鼠体重260g,故需注射1.1ml10%水合氯醛)。
将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内,等待几分钟后观察豚鼠反应。
若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡。
4、豚鼠心脏釆血
将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置(为搏动为剧烈处,通常在胸骨左缘)。
右手持注射器,左手在左侧固定心脏,在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置,继续采血。
采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置。
(每次采血量可达4~5ml)。
5、豚鼠解剖
将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部。
用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察:
1)肺:
共七叶,右肺四叶,左肺三叶;
2)心脏:
呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间。
(乳白色胸腺附于主动脉弓前部);
3)肝:
紧邻隔下,呈暗红色,分四个主叶和四个小叶,可见一光亮的胆囊附着于肝下;
4)胃:
分两部,贲门部和幽门部,胃容量约20-30g;
5)肠:
分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠,大肠包括结肠、盲肠和直肠。
盲肠特别发达,占腹腔容积的1/3,占体重的15%;
6)脾:
脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状;
7)胰:
一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,不规则状且呈粉红色;
8)肾:
为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺(米粒大小),每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;
9)卵巢和子宫:
在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外。
6、家兔的抓取和固定
自笼内取出时,用手抓住家兔颈部被毛与皮肤,另一手托住其臀部,将其中心承托在掌上。
切忌强提兔耳或某一肢体。
用兔盒将家兔的头部及四肢固定,使其头部无法向后缩即为固定成功。
7、家兔的性别鉴定
家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定。
将家兔抓取后使其腹面朝上,用手按压家兔的会阴部,观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。
雄性家兔可观察到阴茎,雌性家兔可观察到会阴部。
8、家兔耳缘静脉采血
用兔盒固定家兔后,先拔去耳缘静脉注射部位的被毛,用手指轻弹兔耳使静脉充盈。
或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后,左手食指与中指夹住静脉的近心端,阻止静脉回流,用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端,右手持5ml注射器从远端刺入,然后移动左手拇指固定针头,回抽注射器,若有血液进去注射器即为采血成功,继续缓慢采血。
一次最多可采5ml。
9、家兔灌胃给药
兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳,用棉绳固定家兔开口,将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。
插入约导尿管的2/3的位置。
回抽针管,观察到无气体进去针管后注射药物。
灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳。
10、家兔麻醉
以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针,回抽针管后若有回血,则可将适量麻醉剂(按10%水合氯醛4ml/kg的用量)。
将适量的麻醉剂注射入家兔体内,等待几分钟后观察家兔反应。
若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功。
11、家兔处死(空气栓塞法)
以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针,向耳缘静脉中注入一定量的空气(5ml即可),使之发生空气栓塞而致死。
观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散。
12、家兔解剖
将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部。
用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿。
用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔打开,仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察:
1)肺:
共七叶,右肺四叶,左肺三叶。
胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部,互不相通。
2)心脏:
呈圆锥状,位于近胸骨端,由左心房、左心室、右心房、右心室组成。
3)肝:
紧邻隔下,呈暗红色,可见一墨绿色的胆囊附着于肝下。
4)胃:
分两部,贲门部和幽门部。
5)肠:
分小肠和大肠,其总长度为体长的10倍。
盲肠非常大,长约0.5米。
在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁,呈圆形,为圆小囊。
6)脾:
脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状。
7)胰:
一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,为分布零散而不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同。
8)肾:
为扁豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺(米粒大小),每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。
9)雄兔睾丸下降到阴囊,两侧阴囊为乳白色。
实验四:
孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作
一、实验目的
1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧,要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理;
2、掌握尾尾直皮的操作方法;
3、通过实际操作,了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途;
二、实验材料
1、实验动物:
试验用孕鼠、清洁级小鼠(雌雄各一只);
2、实验器械与试剂:
鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球;
三、实验内容
1、小鼠的睾丸切除手术
小鼠常规麻醉,采用俯仰卧位,置于固定台上。
尿道口上5mm处脱毛,常规消毒。
在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔。
进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织。
将脂肪组织拉至腹腔,分离附睾并结扎相关血管,即可切除睾丸。
将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤。
2、小鼠卵巢切除手术
小鼠卵巢切除术多采用背部切口。
小鼠常规麻醉,采用俯卧或侧卧位,置于固定台上,以肋下0.5cm,脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛,常规消毒,切口约0.5cm,切开皮肤,一边扩张一边钝性分离,用眼科镊夹住创口看到的肌层,在离脊柱肋下剪开腰肌,长约0.5切口,立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角,用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口,在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎,结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角,将卵巢摘除,检查有无出血,把脂肪组织推回腹腔内,将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤。
背部切口创伤小,直观,视野清楚,易操作,不需牵拉其它脏器,手术时间短。
3、近交系小鼠皮肤移植实验
尾尾植皮法是在一组近郊系内,将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部。
此方法一个可以同时做几只,省时间。
而且有自体移植,可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应,还是手术失败造成的。
麻醉动物,用75%的酒精棉球,消毒动物的尾部以及手术者的双手,随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根,拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部。
右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮,刀口深度应露出白色的健,但又不割坏血管。
这样即提供了一块供体植皮,又得到一处受体植床。
取下皮片后,将皮片手术刀从右手方向转到左手方向,这样皮片也就旋转了180度,使皮片上的毛与尾部的毛长向相反,然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上,用滤纸轻轻地来回按几下皮片,使其尽可能紧贴在上面,本次实验由于时间限制,不进行结果观察。
4、孕鼠剖腹取胎实验
1)以颈椎脱臼法将孕鼠处死后,取仰卧位固定小鼠于动物固定板上,暴露腹部手术部位进行酒精消毒;(注意处死动作要快,勿用力按压腹部,防止胎儿受损。
)
2)用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜,暴露子宫,用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带,剪断后取出子宫。
取下子宫用盐水冲洗下,剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出。
3)用棉球擦拭幼鼠,轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸,待新生鼠呼吸,血循环正常后,以止血钳扎断脐带。
4)本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠。
新生小鼠体表无毛,皮肤红润,眼闭,胸前有一个深红色胎盘附于其上,体表略湿。
实验五大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验
一、实验目的
通过实际操作,掌握大鼠阴道涂片的制作方法及性周期的观察;强化实验动物疾病模型的基本概念,掌握诱发性急性肺水肿动物模型的建立方法,观察肺脏的病理变化;通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种的流程及操作技巧,金黄地鼠的颊囊及比格犬的年龄判断、前肢背桡外侧静脉和后肢侧皮下小静脉的采血操作。
二、实验材料
1.实验动物:
SD大鼠,裸鼠,金黄地鼠,比格犬;
2.实验材料:
毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、846合剂、手术剪、手术镊、2ml注射器、5ml注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡皮绑带、显微镜。
三、实验内容
1.大鼠阴道涂片及性周期观察
2.大鼠急性肺水肿模型的建立
3.裸鼠肿瘤接种的试教实验
4.比格犬年龄判断
5.比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血
6.金黄地鼠颊囊的观察
四、实验方法与步骤
1.大鼠阴道涂片及性周期观察
哺乳类动物在性成熟后出现动情周期变化,其中啮齿类动物在动情周期不同阶段引导粘膜发生比较典型的变化。
因此可将阴道分泌物涂片染色,根据图片的细胞学改变来鉴别性周期的不同阶段。
左手抓住大鼠,食指和中指卡紧大鼠颈部,无名指与小拇指握住胸部,小指压住腹部,右手拉住尾巴稍用力向后拉,以充分暴露雌鼠阴道。
用滴管吸生理盐水1-2滴,然后插入大鼠阴道深部反复冲洗,吸出洗液滴一滴涂于载玻片上,用酒精将片子烘干,吸阴道分泌物时,要反复冲洗4-5次,确保吸到阴道分泌物。
用吉姆萨染液染色20min,水洗,在显微镜下观察。
显微镜下看到大量角化细胞,没有找到明显有核细胞和分叶细胞,可能是烘干片子时细胞结构被破坏。
实验中观察到聚集的有核细胞,无核细胞均有,且细胞量少,估计该大鼠处于发情间期。
2.大鼠急性肺水