12消化率和利用率.docx
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12消化率和利用率
12消化率和利用率
“消化率”或“利用率”是指食物中某一种或某一类营养素（如粗蛋白）在通过消化道时消失的量或比例，或者随废物排出的量或比例。
因此，消化率首先是用来度量营养素消失的。
被消化的营养素通常认为被机体生长和代谢所用，虽然事实常常并非如此。
消化率还用来描述营养素的消化过程，比如蛋白质在被吸收之前先被水解成氨基酸。
而营养素（比如氨基酸）的生物利用率则被定义为从某一特定原料中摄取的营养素可用于动物机体代谢的部分（Batterham,1992;Ammermanetal.,1995;LewisandBayley,1995）。
营养素的生物利用率可以通过一系列方法学手段来评估。
生物利用率可以揭示营养素的代谢利用，其具体内容将不在本章节详细讨论。
当食物被机体摄入后，在消化道中，食物混合物经过消化道的蠕动等物理作用被混合成更细小均一的食糜，并在此过程中以自由扩散、协助扩散和主动运输等方式被机体吸收。
没有被吸收的部分则作为废物排出体外。
所以在计算消化率时需要测量粪便中的营养素或能量的含量。
以可消化能为例，可消化能事实上衡量了摄入的总能与粪便中总能的差异。
关于完整的能量流向，将在第四章中详细叙述。
营养素被吸收后会在体内进行代谢，营养素中的能量会以含氮物质（如NH3+和尿
素）的形式通过尿和鳃排泄掉。
当这些物质中的能量被测定出来并从可消化能中减去，剩下的值便叫做代谢能（ME）。
在前几版的《鱼虾营养需求》中，可消化能和代谢能的值都给了出来，但是在本版本中，只给出了可消化能值，这主要考虑到代谢能测量的难度及测定方法对其准确性的影响。
还有，一般现在科研和商业饲料配方中大多也只给出可消化能值。
消化率测定方法
测定食物或饲料的消化率首先需要收集粪便。
收集粪便的方法有直接法和间接法。
不论直接法还是间接法都可以将被测物质单独投喂，也可以将被测物质加到饲料中作为饲料的一部分一起投喂，一般后者比较常用。
在鱼类中使用直接法时，用一定量的饲料投喂实验鱼，然后收集所有的粪便。
但是，收集水生动物的所有粪便难度较大，因为在水环境中很难将所有的粪便跟未吃完的饲料颗粒区分开，而且在水生环境中，粪便与通过尿和鳃排出的排泄物也混合在一起。
Smith（1971,1976）曾发明了一套限制饲喂系统来改进此方法。
直接法最大的优点是粪便中所有的营养素和饲料组分都被收集起来，连水溶性的成分都被收集起来，这就消除了粪便取样所可能带来的误差。
直接法的缺点是实验鱼需要被限制在一个稳态水环境中被强制投喂，由此产生的应激可能会影响实验鱼的消化和代谢过程，从而使消化率的值变得不可信。
目前，在大多数鱼虾消化率测定中被广泛应用的是间接测定法。
这种方法使用添加到饲料中的无毒、惰性、不被消化的氧化铬、氧化钇作为指示剂，只需要采集代表性的粪便样品。
指示剂同食物一起通过消化道，而且不受消化过程的影响，如不会被吸收掉。
营养素的消化率则通过比较营养素和指示剂在饲料及粪便中的水平来获得。
与直接法不同，间接法是在一段时间的连续投喂中收集代表性的粪便，并假定收集的样品在连续投喂的这段时间内具有代表性。
使用间接法时，实验鱼虾可以养殖在正常的养殖桶内，也可以养殖在为了方便用被动法收集粪便而特殊设计的桶内。
与直接法相比，间接法具有一系列的优点。
首先，在正常的饲养环境中，鱼虾可以避免大的应激。
而且，可以使用一个（重复）桶养殖多条鱼（虾）来代替一条实验鱼（虾），这对集群种类来说优势尤其明显。
最后，间接法对鱼虾的大小没有严格的要求，而且不用强制投喂。
粪便以主动或被动法收集（见后面所述）。
饲料中营养素的表观消化率（ADC）通过计算饲料和粪便中指示剂（以氧化铬为例）的含量来获得，计算方程：
表观消化率=1-饲料中Cr2O3含量/粪便中Cr2O3含量
某一种或一类特定营养素及能量的表观消化率则如下计算：
表观消化率=1-饲料中Cr2O3含量＞粪便中营养素含量/粪便中Cr2O3＞饲料中营养素含量
粪便中包含未消化的食物和未被重吸收的机体组织残基。
这些残基包括粘膜细胞、消化酶、粘蛋白以及其他释放到消化道中的分泌物。
另外，粪便中还有一些定植在消化道中的肠道微生物（Nyachotietal.,1997）。
并非源自摄入饲料的粪便损失而是源自动物自身的粪便损失被称作内源性肠损失。
显然，不管是直接法还是间接法测得的消化率都没有考虑内源性肠损失。
定量测定内源性肠损失可以计算出饲料营养素的“真消化率”。
在陆生动物中，常用投喂不含蛋白饲料的方式来评估内源性氮损失（ENL）。
但是，鱼虾几乎不会摄食或者只摄食很少量的无蛋白饲料，这使对ENL的准确评估变得十分困难。
而且，研究还表明，鱼虾摄食无蛋白饲料时的ENL跟摄食含蛋白饲料时的ENL有很大的差异，而饲
料中的其他一些组分（如纤维素和抗营养因子）也会提高ENL的含量（Nyachotietal.,
1997）。
综合这些因素，采用无蛋白饲料投喂鱼虾计算ENL然后计算真消化率的方法
确实值得质疑。
准确估算ENL可能还需要更精巧的实验方法（见Nyachotietal.,1997综述），此领域的研究工作有待进一步开展。
当鱼大量摄食时，ENL对总粪便氮含量的影响其实是很微小的。
基于此方面的考虑，那么真消化率和表观消化率之间的差异其实是可以忽略的（Hardy,1997）。
Cho等（1982）在测定消化率时，通过配制营养均衡的饲料，使鱼获得最大的摄食和生长率，从而使表观消化率的值更加可靠和更易被接受。
间接法的粪便收集可以通过主动或被动两种方法进行。
主动收集包括人工挤压、解剖及真空吸取。
挤压法通常是将鱼轻微麻醉后，轻轻挤压腹部，从肠的末端挤出少量粪便。
一般来说，要获得足量的粪便，需要从每个重复桶中选取20-30尾足够大的鱼（100g以上）来实施挤压。
挤压时不能太用力，以免造成鱼体损伤或者将未消化完全的饲料以及体液挤出。
解剖法是指将鱼杀死后从其肠末端获取粪便的方法。
使用此方法时，将鱼冷冻后更易操作（Hemreetal.,2003）。
真空吸取法是指将一个小管插入鱼的肛门并通过施加一定的真空压力吸取粪便。
当然，所有这三种方法都有可能使收集的粪便中掺杂有未完全消化的物质及鱼体内源物质。
被动法收集粪便可以收集鱼虾自然排出的粪便。
可以通过对桶中废水的筛滤收集粪便，也可以将悬浮有粪便的废水导入低速流水装置进行沉降，还可以通过虹吸法或者网捞法来收集。
一些特殊的养殖桶，如圭尔夫系统及改进的圭尔夫系统，已经被设计出来利用沉降法提高粪便收集效率（ChoandSlinger,1979;Hajenetal.,1993）。
这些系统中，通过对水流速度的调整，粪便排出后迅速被冲进一个垂直的沉降柱中，沉降柱中的水流速度非常慢，以保证粪便颗粒可以顺利沉降，而废水可以从柱子顶部缓缓流出。
一般地，实验鱼在特定的时间投喂，比如一天中的晚些时候，喂完后，清除桶中没吃完的饲料，然后收集饲料一个晚上，清晨时取出收集的粪便。
还有一种收集粪便的方法是使养殖桶中的废水流向一个带收集盒的移动的筛滤系统，使粪便集中到收集盒中（Choubertetal.,1979。
Ogino等（1973）发明了一种叫“TUF的系统，当含有粪便颗粒的废水流经的时候，粪便颗粒会陷落到一个柱子中从而实现粪便的收集。
在虾中，主动收集法显然无法适用。
所以，一般通过虹吸、网捞或者使用改进过的圭尔夫系统来沉淀收集废水中悬浮的粪便颗粒。
一些研究者习惯在每桶中放相对少
的虾数量而在每个饲料设置很多重复桶数并通过长时间投喂来收集足量的粪便（一般需要2g干物质或湿重30g）（Smithetal.,2007）。
另外一些研究者则倾向于使用相对少的重复但是每个重复桶中放养很多虾来收集（Davisetal.,2002）。
大多数学者在投喂后的某一固定时间收集粪便（Cruz-Suarezetal.,2007;Smithetal.,2007），也有一些人在粪便一开始产生就开始收集（Davisetal.,2002）。
粪便接触水的时间越长，其中水溶性的营养素流失就越严重，最后测得的值也越容易比实际值偏大。
尽管存在粪便溶失、粪便被重新摄食、虾之间相互残食、粪便中混有虾蜕的壳以及量少等问题，已经发表的虾对常规饲料原料的消化率跟在鱼上测得的值差异不十分大。
可能产生误差的地方
主动法不但会使粪便中含有未完全消化的食物，而且，还会因粪便中混杂了内源物质而使得测得的值比真实值偏低，对蛋白质来说尤其如此，部分内源性物质本来在粪便排出前还会被机体重新吸收（Choetal.,1982;Hajenetal.,1993;VandenbergandlaNoue,2001）。
被动法收集粪便则会导致水溶性营养素的流失，导致测得的消化率值比真实值偏高。
不过，因为可溶性营养素大多容易被吸收，这实际上不会引入太大的误差。
文献报道，主动法和被动法收集粪便测得的消化率差异大约在5~9%之间。
粪便收集方法对表观消化率精确性的影响一直是学者们讨论的焦点（Windelletal.,1978a）。
不同研究间得到的饲料或原料的表观消化率之间通常很难进行比较，因为即使同一个实验室里得到的数据，通常也都会有差异。
当然，这也跟不同原料批次间的差异有关。
这一点在动物蛋白和鱼粉中尤为明显，虽然在其他原料中也存在这样的问题。
而相反地，不论采用什么样的粪便收集方法，不同实验室纯化原料（如酪蛋白）表观消化率测定结果之间差异却不大。
对饲料或原料的实验室分析时引入的微小分析误差也是不同表观消化率值之间差异产生的原因之一。
一些未经验证的经验还表明，粪便在海水中的稳定性不如在淡水中强，这也会使在海水中测定的表观消化率值偏大。
在基础饲料中添加一些粘合成分（如胶糖）会有助于增加粪便在水中的稳定性，从而提高用沉降法收集粪便时的数据精确性（Brinker,2007）。
对饲料和粪便的分析采用常规分析方法分析。
通常将样品烘干后再进行分析。
如果要测定某些粗组分、能量及某些特定营养素的表观消化率，则需要对样品中的这些成分含量进行分析。
饲料和粪便中指示剂的量同样需要测定。
鱼类粪便中大约含90%的水分，所以，收集50g湿的粪便样品只能获得5g干物质。
5g干物质足够常规组分、能量和营养素的分析之用。
当然，如果分析方法需要的样品量还要少，则只需要采集更少量的样品。
饲料原料的消化率
饲料原料消化率的测定跟饲料消化率的测定在投喂方法、粪便收集方法等方面都是一样的。
但是，因为大多数饲料原料不能进行单独投喂，所以通常采用饲料原料和基础饲料以3:
7比例混合的方式（70%基础饲料+30%待测饲料原料）。
不同种类的鱼采用的基础饲料不同，但是基本上都由酪蛋白、明胶和糊精组成。
目前，越来越倾向于使用实际生产中常用的饲料原料来配制基础饲料。
因为，饲料是否被正常地大量摄入对表观消化率的准确测定来说非常重要。
使用实际生产中常用的饲料原料来配制基础饲料可以保证饲料适口性及在消化道内被正常消化并产生足量的粪便。
而且，很多鱼类根本不会摄食酪蛋白-明胶为基础的饲料。
但是，在某些特殊情况下，使用高度纯化的原料配制基础饲料会降低实验的复杂性，特别是当待测的营养素在基础饲料和待测原料中的含量很低或不相等时。
比如说，如果基础饲料中含有很高的磷而待测原料中的磷含量很低，那么待测原料中的磷的消化率就很难准确测定。
在酪蛋白-明胶饲料中添加磷虾粉或甜菜碱等诱食物质可以提高饲料的适口性。
另外，还可以用鱿鱼蛋白、鱼肉蛋白或者一些高蛋白功能性原料如谷朊粉等精炼蛋白来替代酪蛋白和明胶来提高饲料的适口性。
全价饲料中营养素或常规成分的表观消化率值可以通过在饲料中添加惰性指示剂很容易地测定。
这种方法对评估制粒条件对表观消化率的影响或者检测各成分表观消化率的值是否具有可加性非常有用。
对消化率测定方法的阐释及其限制
要计算某一种营养素或某一类常规组分的消化率，必须要知道其在饲料及粪便样品中的含量，及饲料和粪便样品中惰性指示剂的含量。
还需要知道基础饲料的消化率值。
消化率值的计算是基于干重的，所以就要求饲料和粪便样品必须完全干燥。
因为表观消化率的值是通过数学方法计算得来的，所以，基础饲料、饲料和原料样品中的很小的水分差异及分析测定过程中的微小误差就可能被放大成表观消化率值中的很大误差。
基础饲料和待测原料按70:
30比例混合时称重过程中的误差及基础饲料和待测原料中的水分含量差异都会影响到最终测定值的精确性。
这些不可避免的误差带来的影响在表观消化率的数学计算过程中被放大后，可能使最后的值大于100%或者小于0%，而这显然都是不可能的。
所以，以前用来计算表观消化率的数学公式经过了重新检查、评价并做了改进，以期能修正这些误差。
目前，普遍使用的用来计算表观消化率的公式是：
ADC待测原料=ADC测试饲料+（（ADC测试饲料-ADC参考.饲料）X（0.7>D参考/0.3D原料））其中：
D参考是指参考饲料中的营养素或者kcal/g总能量的含量；D原料是指待测原料中营养素或者kcal/g总能量的含量。
上面的公式中，参考饲料与待测原料在实验饲料中的添加比例是70:
30。
但是，实
际上，这个比例不是固定不可变的，原则是保证实验可行，比如保证能正常地制粒、适口性符合要求并能被鱼类正常消化。
研究者应该使用相同的基础饲料配方以及相同来源的原料以方便研究者检查实验过程和确保所得ADC值的一致性，并使不同实验室不同时间进行的实验得到的研究结果具有可比性，研究者同样应该在报道ADC值的时候同时附带所用基础饲料的配方，以便其他研究者们对结果进行分析。
理论上来说，使用不同的基础饲料不会对饲料原料的ADC值产生影响，但是，实际情况是，通常会产生影响。
对ADC结果的过度分析也是不明智的。
比如，不同实验室间测定的同一种原料的蛋白ADC间1~2%的差异
是没有实际意义的。
类似的，同一实验室测定的两种原料间此水平的差异可能具有统计学上的意义，但同样对实际生产来说没有意义。
但是，对同一种原料因在测试饲料中的添加比例不同引起的1~2%的差异可能就不能忽略了。
影响消化率的因素
饲料摄入量、鱼体大小和水温都会影响消化率的测定。
对某些饲料成分来说，饲料制作过程中的加工条件也会对消化率的测定产生影响。
虽然有一些研究表明当投喂量增大的时候，消化和吸收效率会下降（Pandian,1967;SomomonandBrafield,1972;Windelletal.,1978b），但是大多数研究表明投喂水平并不影响营养素的消化率，当然前提条件是饲料摄入量足以支持正常的生长速度。
另外，还有研究则表明，肠内营养素消化负荷远未达到其吸收能力上限，肠道消化能力似乎并非影响营养素消化率的显著性因素。
早期的一些研究报道称水温不会影响虹鳟对蛋白和能量的消化率（Windelletal.,1978b;ChoandSlinger,1979;ChoandKaushik,1990。
但是，最近更多的研究则表明水
温会影响虹鳟对蛋白、脂肪、淀粉及能量的消化率（Choubertetal.,1982;Braugeetal.,
1995;Mdaleetal.,1991,1999;Azevedoetal.,1998;Bureauetal.,2008;Moreiraetal.,2008;HuaandBureau,2009a,b。
Choubert等（1982）及Azevedo等（1998）的研究表明，随着水温从6°C升高到15°C，虹鳟对蛋白和能量的表观消化率线性上升了1%。
这些研究结果差异可能是由于实验方法的不同引起的，也可能是由于随着水温的降低，摄食量降低，所以粪便中内源性氮和能量所占的比例就会升高，这也会导致不用研究者间实验结果的差异。
水温对饲料磷脂和淀粉消化率的影响主要与饲料成分的生理生化特性有关。
蛋白的消化率
蛋白质结构复杂，其在分子量、结构及溶解性等方面的特性都会对其消化率产生影响（表12-1）。
蛋白质并非以蛋白质的形式被吸收的，而是以其组成成分氨基酸的形式被吸收的，所以，蛋白质的消化率决定于其在多大程度上被水解为游离氨基酸。
而这些又取决于蛋白质的类型及氨基酸之间（如半胱氨酸间的二硫键）或者氨基酸与其他化合物（如糖蛋白中的糖）之间的连接键是否容易被水解。
与可溶性的清蛋白相比，连接组织蛋白（如胶原蛋白）、羽毛、头发、角及鳞片中含有更多的二硫键，所以更难于被消化。
其次难消化的是复合蛋白，如鱼粉、鸡肉粉等。
复合蛋白中含有不同比例的难消化的蛋白。
复合蛋白的消化率是其中各组分蛋白的消化率之和。
所以，在饲料原料的加工过程中部分去除难消化的蛋白有助于提高复合蛋白的消化率。
一个极端的例子是羽毛粉，羽毛粉在经过处理以前是不能被消化的，只有经过强碱性环境下高压蒸煮水解掉其中的二硫键后才能容易被消化。
而水解后羽毛粉的高消化率则足以满足其作为一种有用饲料原料的要求。
动物或鱼粉蛋白中消化率低的蛋白（如软骨蛋白）则可以通过筛分（Rathboneetal.,2001）或者气分法去除。
植物蛋白则因为另一种原因而难以被消化，植物蛋白通常被淀粉所包被，从而阻止了消化酶的消化作用。
因此，将植物种子（如谷物和油料种子）粉碎，破坏蛋白外包被的淀粉，可以提高其消化率。
对植物蛋白（如豆粕）进行加热处理，降低其中胰蛋白酶抑制因子的活性也可以提高其消化率。
但是，过度的热处理也会降低蛋白质的消化率，因为过度的热处理会使植物蛋白（Arndtetal.,1999）或鱼粉（Opstvedtetal.,1984;Arndtetal.,1999）中的蛋白质之间产生新的连接键，阻碍其消化。
美拉德反应（褐化）是植物蛋白热处理过程最常见的蛋白质的化学变化，通常在诱发性糖类（如葡萄糖）
的存在下发生，降低蛋白质的消化率（Scottetal.,1982）。
赖氨酸、精氨酸、组氨酸和色氨酸含有的活性小量氨基基团会形成难以被消化酶水解的键，从而难以被消化。
化学分析也发现这种现象确实存在。
采用Carpenter（1960）的有效赖氨酸方法可以解决
这个问题，至少在鲑鱼饲料中是这样（Opstvedtetal.,1984）。
氨基酸的消化率
蛋白质的ADC值等于各氨基酸ADC值及饲料中其他含氮化合物ADC值的和（表12-2）。
但是，对某种给定的原料，各氨基酸的ADC值之和却常常与总蛋白的ADC值不同，有时候会高出一些，有时候会低一些（Storebakkenetal.,2000）。
而且，不同的原料加工方式也会使其中氨基酸消化率的值不同。
例如，血粉中赖氨酸的消化率值会因其干燥工艺不同而不同（EhabandBureau,2007）。
赖氨酸和精氨酸之间的竞争性交互作用在陆生动物，特别是鸟类中已被广泛报道。
这种竞争作用起因于肾脏中精氨酸降解酶和精氨酸酶活性的升高（Scottetal.,1982）。
饲料中精氨酸水平的升高会预防鸟类的生长抑制。
因为赖氨酸和精氨酸共用一套肠道中的活性转运系统，所以，其中的一种过量就会影响另一种的吸收。
一些吸收和代谢水平上赖氨酸和精氨酸交互作用的证据已经在鱼类中被报道（KaushikandFauconneau,
1984;Chiuetal.,1987;Daviesetal.,1997;Bergeetal.,200）2。
但是几乎所有的研究都表明，赖氨酸和精氨酸之间的交互作用并不足以对鱼类生长产生影响（Robinsonetal.,1981;Tibaldietal.,1994;Bergeetal.,2002）。
能量的消化率
蛋白质（氨基酸）、脂类和碳水化合物都含有能量。
能量的消化率可以通过饲料或原料中蛋白质、脂肪和碳水化合物的消化率计算得来（表12-3）。
碳水化合物的消化率
碳水化合物包括高度可消化糖类、中度可消化的糊化淀粉、难消化的生淀粉和壳聚糖以及不能被消化的不溶性碳水化合物（Stone,2003）。
饲料原料和全价饲料中这些物质的含量差异很大，所以其消化率自然就差异很大（表12-4）。
对不同类型的碳水化合物进行检测是非常困难的，对其消化率的评估自然也就非常困难。
大量研究表明，生淀粉和糊化淀粉的消化率之间存在显著的差异（Krogdahletal.,2005）。
通过对已发表的数据的荟萃分析（meta分析）表明，饲料中碳水化合物的添加水平越高，其表观消化率越低（HuaandBureau,2009a。
此项荟萃分析还表明，水温
对淀粉的消化率有显著的影响，而且不同种类的鱼虾消化淀粉的能力不同。
而且，粪便收集方法也会对淀粉消化率值产生重要影响。
Davis和Arnold（1995）报道称通过膨
化处理全小麦、玉米粉、米粉和麦芽可以获得很高的淀粉糊化度，但是凡纳滨对虾对这些原料的消化率却并不总是很高。
▼©门0口等（2003）发现，当饲料中的糖源是玉米
时，膨化处理可以提高饲料的表观消化率，而饲料中的糖源是小麦时则不然。
但是，对大多数植物蛋白源来说，膨化处理可以提高淀粉的消化率。
当用膨化处理过的蚕豆投喂鲈鱼时，淀粉的消化率高达95.7，这充分说明膨化处理法对这种原料具有正面的效果（Adamidouetal.,2009）。
类似地，Theisse门等（2003）发现，当将脱壳豆类经过膨化处理后，虹鳟对淀粉的表观消化率值由24.7上升到了100。
饲料中的淀粉可以通过多种植物原料添加。
而且，淀粉颗粒常常同脂类和蛋白混杂在一起，这会影响淀粉同消化酶之间的接触或在饲料加工过程中影响淀粉颗粒的特性（Svihusetal.,2005）。
生淀粉和糊化淀粉是依据糊化度来进行区分的，生淀粉和糊化淀粉都是对一系列不同化合物的简单称谓。
不同来源的淀粉在淀粉初级结构、淀粉颗粒大小和直链淀粉：
支链淀粉比例方面都不相同，这也导致了其消化率的不同（Svihusetal.,2005）。
Gaylord等（2009）研究了不同品种的大麦的淀粉表观消化率，发现随着大麦中直链淀粉含量的降低和支链淀粉含量的升高，虹鳟对膨化饲料中淀粉的表观消化率从41上升到77。
该研究还发现，与糯小麦的淀粉表观消化率（66）相比，含有
更多直链淀粉更少支链淀粉的白色软质小麦的淀粉表观消化率要低（51）。
Arnesen和
Krogdahl（1995）发现，鱼类可能对混合淀粉源的利用率比对单一淀粉源的利用效率要高，说明不同来源的淀粉之间可能存在正向的交互作用。
Aslaksen等（2007）发现，
大西洋鲑对谷类植物中的淀粉的消化率要好于对豆类植物中淀粉的消化率。
而且，大西洋鲑对淀粉的消化率在海水中没有在淡水中好。
但是，虹鳟对淀粉的消化率却不受盐度的影响（HuaandBureau,2009）a。
纤维质的消化率
纤维质是包含纤维素、半纤维素、禺葡聚糖、果胶及树胶等非淀粉多糖的一类粗组分（Krogdahletal.,2005）。
在粗分类中，虾等甲壳类动物甲壳中的葡萄糖胺也被归为纤维质。
几乎所有的鱼类都不能消化纤维质，只有极少数的例外，如草鱼（Ctenopharyngodon
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